UDC 543?632.95]?636.085/.087

V.D. Chmil, d.b.s.

PESTITSIIDIDE JÄÄKIDE ANALÜÜSI ANALÜÜSI MEETODITE VÄLJATÖÖTAMISE HETKED
(10. rahvusvahelise IUPAC-kongressi materjalide põhjal
taimekaitsekeemias)

Ökohügieeni ja Toksikoloogia Instituut. L.I. Karu, Kiiev

4.-9. augustini 2002 toimus Baselis (Šveitsis) Rahvusvahelise Puhta- ja Rakenduskeemia Liidu (IUPAC) egiidi all rahvusvaheline taimekaitsekeemia kongress (kuni 1998. aastani oli see kongress tuntud kui IUPACi pestitsiidide keemia kongress). ). See kongress toimub iga nelja aasta tagant ja on üks olulisemaid sündmusi taimekaitsekemikaalide sünteesi, kasutamise ja kontrolli valdkonnas töötavate erinevate riikide ja teadusharude spetsialistide kohtumiste kalendris.

Kongressi teadusprogramm koosnes ühest plenaarist ja kuuest vahesessioonist ning enam kui 20 posterisessioonist, mis käsitlesid haiguste, umbrohtude ja kahjurite vastaste taimekaitsevahendite keemia, biokeemia ja molekulaarbioloogia probleeme, pestitsiidide koostisi ja nende kasutamist, saatust. pestitsiidid keskkonnas ja nende ohutu kasutamine, pestitsiidide jäägid ja tarbijaohutus.

Kongressi teemad, mis olid seotud pestitsiidide jääkide analüüsimeetodite väljatöötamise tehnika tasemega, mis kajastus kohandatud sektsiooniaruannetes ja plakatitel, käsitlesid järgmisi teemasid:
- proovide ja standardlahuste säilitamine;
- proovide ettevalmistamine analüüsiks;
- kaevandamine;
- ekstraktide puhastamine;
- pestitsiidide jääkide määramine:
a) gaas-vedelikkromatograafia (GLC);
b) kõrgsurvevedelikkromatograafia (HPLC) ja kapillaarelektroforees;
c) õhukese kihi kromatograafia;
d) immunokeemiline analüüs;
- pestitsiidide jääkide tuvastamine;
– mitme pestitsiidijäägi analüüsimeetodid;
- polüklooritud dibensodioksiinide (PCDD) ja polüklooritud dibensofuraanide (PCDF) määramine;
- automaatsed analüsaatorid.

Proovide ja standardlahuste säilitamine. Väga sageli säilitatakse pestitsiidide jääke sisaldavaid proove mõnda aega enne analüüsimist. On oluline, et säilitamise ajal ei toimuks pestitsiidide jääkide lagunemist. Uurides 28 päeva jooksul klaaskiudfiltril ning kombineeritud klaaskiud- ja vaikfiltril XAD-2, mis sisaldas 9 karbamaatpestsiidi, võetud õhuproovide stabiilsust, selgus, et karbofuraan, isoprokarb, metomüül ja tiodikarb olid stabiilsed 28 päeva, karbarüül ja oksamüül olid stabiilsed 14 päeva, samas kui metiokarb ja propopoksur olid stabiilsed 7 päeva.

Pestitsiidide jääkide analüüsimisel on oluliseks asjaoluks pestitsiidipreparaatide toimeainete stabiilsus standardlahuste säilitamisel. Näiteks HPLC abil leiti, et tribenuroon-metüüli lahuseid atsetoonis, etüülatsetaadis ja atsetonitriilis saab säilitada -20 °C juures lagunemata 2 kuud. Samade lahuste hoidmine temperatuuril 25 °C ühe nädala ja kahe kuu jooksul põhjustas tribenuroon-metüüli lagunemise vastavalt 16-24% ja 82-98%. Samade lahuste säilitamine temperatuuril 5 °C põhjustas 0,5% tribenuroon-metüüli lagunemise nädala pärast ja umbes 4% kahe kuu pärast.

Proovi ettevalmistamine analüüsiks. Enne proovi võtmist laborisse analüüsimiseks toimetatud proovist tuleb proovimaterjal homogeniseerida. See toiming viiakse läbi proovi purustamise, jahvatamise, jahvatamise või segamise teel. Kahjuks ei ole kodumaistes uuringutes pestitsiidide jälgede mõõtmismeetodite (MPM) väljatöötamise ja MMP kasutamise kohta pestitsiidide jääkide määramiseks näiteks köögiviljades ja puuviljades alati piisavalt tähelepanu pööratud proovivõtumeetodile. ettevalmistused edasiseks analüüsiks ja seadmed, mida selleks operatsiooniks kasutada. Ebapiisavalt purustatud ja homogeniseeritud proov ei võimalda analüüsiks võtta representatiivset proovi ja põhjustab analüüsitud pestitsiidide ekstraheerimise (ekstraheerimise) madala protsendi. Näiteks köögiviljaproovide valmistamise meetodite võrdlus mankotseebi määramisel elektrilise veski (800 pööret minutis) ja kääridega käsitsi jahvatamisel näitas, et mankotseebi lisatud koguste tagastamine oli vastavalt 93 ja 67%.

Sissejuhatus

1. peatükk. Olemasolevad meetodid pestitsiidide sisalduse määramiseks analüüsitavates objektides (kirjanduse ülevaade)

1.1. Proovi ettevalmistamine tahkefaasilise ekstraheerimisega 6

1.2. Pestitsiidide kvalitatiivse iseloomustamise meetodid 16

1.3. Pestitsiidide kvantitatiivne analüüs 20

Peatükk 2. Tehnika ja katsetingimused

2.1. Pestitsiidide jaotuskoefitsientide määramine heksaani/atsetonitriili süsteemis, kasutades gaas-vedelik ja pöördfaasi kõrgfektiivset vedelikkromatograafiat 24

2.2. Pestitsiidide ekstraheerimisastme määramine mudelvesilahustest tahkefaasilise ekstraheerimise abil 30

2.3. Pestitsiidide lineaar-logaritmiliste retentsiooniindeksite ja suhtelise optilise tiheduse määramine pöördfaasi kõrgefektiivses vedelikkromatograafias 32

2.4. Taimsete objektide pestitsiidide sisalduse kvantitatiivne hindamine välisstandardi ja standardse lisandi meetoditega 34

2.5. Pestitsiidide sisalduse määramine reaalsetes taimsetes objektides.39

Peatükk 3. Pestitsiidide ekstraheerimise astme hindamine mudelvesilahustest tahkefaasilise ekstraheerimise tingimustes nende jaotuskoefitsientide alusel heksaani/atsetonitriili süsteemis ja hüdrofoobsuse parameetrite alusel

3.1. Pöördfaasi kõrgefektiivse vedelikkromatograafia kasutamise tunnused pestitsiidide jaotuskoefitsientide määramisel heksaani/atsetonitriili süsteemis 42

3.2. Potentsiaalsete fosfaatorgaaniliste pestitsiidide hüdrofoobsuse parameetrite hindamine nende retentsiooniindeksite järgi pöördfaasi kõrgfektiivses vedelikkromatograafias 48

3.3. Tahkefaasilise ekstraheerimise käigus vesilahustest pestitsiidide ekstraheerimise astme ja nende koefitsientide vahelise seose hindamine oktanooli/vee ja heksaani/atsetonitriili süsteemides 59

Peatükk 4. Taimsete objektide pestitsiidide identifitseerimise ja kvantifitseerimise tulemuste tõlgendamine

4.1. Optimaalsete analüütiliste parameetrite valik pestitsiidide kromatograafiliseks iseloomustamiseks 63

4.2. Taimsete objektide pestitsiidide sisalduse hindamise välisstandardi ja standardlisandi meetodite võrdlus 71

Viited 92

Taotlused 105

Töö tutvustus

Keemiliste taimekaitsevahendite laialdane kasutamine seab põllumajandustoodetes ja keskkonnaobjektides leiduvate pestitsiidide analüüsi mitmete keskkonnaanalüütilise kontrolli prioriteetsete ülesannete hulka. Seoses sellega, nagu ka Rostekhregulirovanie kehtestatud uute nõuetega kontrollimeetoditele, on vaja täiustada vanu ja välja töötada uusi pestitsiidide mikrokoguste määramise meetodeid [kasutades gaasi-vedelikku (GLC) ja suure jõudlusega vedelikku (HPLC) - kromatograafia], mis ühendaks määramisprotseduuri lihtsuse ja saadud tulemuste maksimaalse usaldusväärsuse. Uued lähenemisviisid ökotoksiliste ainete jälgede määramiseks võivad aidata seda probleemi edukalt lahendada.

Pestitsiidide analüüsi olulisemad etapid on: proovide ettevalmistamine ja andmete lõplik tõlgendamine, sealhulgas analüüsitavate ühendite nii kvalitatiivne kui kvantitatiivne iseloomustamine. Proovi ettevalmistamine analüüsiks koosneb tavaliselt ekstraheerimisest, uuesti ekstraheerimisest ja kolonni puhastamisest. Tahkefaasi ekstraheerimine (SPE) on selle rakendamise alternatiivne lähenemisviis. See ühendab mitmed ülaltoodud protseduurid üheks, mis säästab aega ja reaktiive. SPE protsessi optimeerimiseks on siiski vaja teavet sihtainete kohta, eelkõige nende jaotuskoefitsientide kohta heterofaasilistes lahustisüsteemides 1-oktanool/vesi (log P) ja heksaan/atsetonitriil (Kp). Pestitsiidide viitekirjanduses on koos muude füüsikalis-keemiliste omadustega esitatud pestitsiidide log P väärtused. Nende kindlaksmääramise probleem on aga endiselt aktuaalne, kuna kindlaksmääramise käigus tekivad raskused. Peamine on

mõlema lahusti aeglaselt eralduvate emulsioonide moodustumine üksteises. See kajastub pestitsiidide log P väärtuste madalas laboritevahelises reprodutseeritavuses. Seetõttu on oluline süstemaatiliselt iseloomustada erinevate keemiliste rühmade pestitsiide, eelkõige nende jaotuskoefitsientide järgi oktanooli/vee ja heksaani/atsetonitriili süsteemides, aga ka retentsiooniindeksite järgi pöördfaasi kõrgfektiivses vedelikkromatograafias [RI (HPLC)]. Viimast saab kasutada mitte ainult analüüsitavate ühendite tuvastamiseks, vaid ka nende hüdrofoobsuse parameetrite hindamiseks. Sellise pestitsiidide füüsikalis-keemiliste omaduste andmebaasi ja iseloomustatud ühendite valiku laiendamine aitab ühelt poolt läbi viia proovi täielikku ettevalmistamist ja teiselt poolt neid tuvastada. Üheselt mõistetava ja usaldusväärse kvalitatiivse karakteristiku jaoks ei piisa aga ühest olemasolevatest parameetritest. Vaja on hinnata pestitsiidide analüütiliste parameetrite erinevate kombinatsioonide teabesisu, mis võimaldab nende tuvastamise probleemi maksimaalse usaldusväärsusega lahendada.

Analüüsi viimane etapp pärast proovi ettevalmistamist ja analüüsitud ühendite kvalitatiivset iseloomustamist on nende sisalduse kvantitatiivne hindamine uuritud proovides. Olemasolevaid pestitsiidide kvantitatiivse kromatograafilise analüüsi meetodeid (absoluutne kalibreerimine, sisestandardi meetod) ei saa nimetada optimaalseteks. Absoluutse kalibreerimise meetod proovi ettevalmistamisel süstemaatiliste vigade esinemisel (reeglina huvipakkuvate ainete kadude tõttu erinevates etappides) ilma parandustegureid kasutamata põhjustab alahinnatud tulemusi ja sisestandardi meetodi kasutamist. piirdub vajaliku standardühendi otsimisega ja esialgse lisatöömahuka protseduuriga spetsiaalse proovi ettevalmistamiseks määratluse läbiviimiseks.

6 Seega oli käesoleva töö eesmärgiks täiustada olemasolevaid ja välja töötada uusi meetodeid taimeobjektidel pestitsiidide määramiseks. Selle probleemi lahendamiseks on vaja optimeerida pestitsiidide analüüsi iga peamist etappi. Kavandatav optimeerimine hõlmab: SPE kasutamist proovi ettevalmistamise etapis ja andmete lõpliku tõlgendamise ajal, pestitsiidide kromatograafiliseks identifitseerimiseks kõige optimaalsema analüütiliste parameetrite kombinatsiooni valimist, samuti seadmete valikut ja kasutamist. meetod nende kvantitatiivseks hindamiseks, mis võimaldab minimeerida määramiste süstemaatilisi vigu.

Pestitsiidide kvalitatiivse iseloomustamise meetodid

Pestitsiidide (nagu ka muude orgaaniliste ainete) identifitseerimine kromatograafilise analüüsi (GLC ja HPLC) käigus toimub sageli erinevate faaside retentsiooniparameetrite [absoluutsed ja suhtelised retentsiooniajad, retentsiooniindeksid (lineaarne, logaritmiline, lineaarlogaritmiline)] abil. polaarsusega (GLC) või erinevates elueerimisrežiimides (HPLC). Pestitsiidide kvalitatiivne analüüs absoluutaegade järgi toimub rangelt kindlaksmääratud tingimustes, samal seadmel, kasutades selleks vajalikke standard- (referents)ühendeid. Analüüsi spetsiifilistest tingimustest sõltuvad vähem suhtelised retentsiooniajad (peetumisajad mis tahes standardaine suhtes). Neil on oluliselt parem reprodutseeritavus isotermilistes eraldustingimustes (GLC) ja isokraatilistes elueerimistingimustes (HPLC). Neid saab kasutada erinevatel statsionaarsetel režiimidel, erinevatel instrumentidel ja erinevates laborites saadud andmete võrdlemiseks. Statsionaarsete faaside (GLC) olemus, kolonnide tüüp ja eluendi koostis (HPLC) peavad siiski jääma fikseerituks. Standardse ühendusena on soovitatav valida määratletavaga samast klassist ühendus. Kui aga retentsiooniparameetrid (retentsiooniindeksid (RI)) määratakse kahe standardi suhtes, millest ühel on soovitud ühendil lühem ja teisel pikem retentsiooniaeg, iseloomustab neid veelgi suurem laboritevaheline reprodutseeritavus kui suhtelised retentsiooniajad. Säilitusindekseid saab esitada lineaarsel, logaritmilisel ja lineaarlogaritmilisel kujul. Logaritmilisel kujul olevaid retentsiooniindekseid kasutatakse isotermilises režiimis (GLC) või isokraatlikus elueerimisrežiimis (HPLC). Komplekssete segude analüüsimisel programmeeritud kolonni temperatuurimuutuse (GLC) tingimustes kasutatakse lineaarseid retentsiooniindekseid. Kuid nagu on näidatud retentsiooniparameetrite parimal kujul nendes tingimustes, on lineaar-logaritmilised retentsiooniindeksid. Nende eeliseks on kõrge reprodutseeritavus nii lineaarse temperatuuri programmeerimisel ja isotermilisel režiimil (GLC) kui ka mobiilse faasi erinevates elueerimisrežiimides (isokraatne, gradient) HPLC-s. Retentsiooniindeksid on leidnud kasutust mitte ainult pestitsiidide, vaid ka muude orgaaniliste saasteainete analüüsimisel. Kuid kromatograafiliste retentsiooniparameetrite kasutamine on seotud mitmetähenduslike hinnangutega. Selle põhjuseks on reaalne võimalus, et need langevad kokku proovis tavaliselt esinevate kaasekstraktiivsete ainete retentsiooniparameetritega (kaasekstraktiivsed ained on maatriksist koos analüüdiga ekstraheeritud ühendid).

Teine viis ainete tuvastamiseks põhineb selektiivdetektorite kasutamisel. Pestitsiidide gaasikromatograafiline analüüs viiakse läbi kolme selektiivdetektori abil - lämmastikku, fosforit, väävlit sisaldavate ühendite analüüsimisel kasutatakse termoioonide ja leekfotomeetrilisi detektoreid ning halogeeni sisaldavate ühendite analüüsimisel elektronide püüdmise detektorit. ained. Alternatiivsete detektorite kasutamine on piiratud selle poolest, et kuigi mõned neist on registreeritud nõutava tundlikkusega. Pestitsiidide analüüs pöördfaasi HPLC tingimustes toimub praktiliselt ühe selektiivse ultraviolettkiirguse (UV) detektoriga, mille selektiivsust kontrollitakse fikseeritud lainepikkuste valikuga. Dioodimassiivide kasutamine võimaldab registreerida neeldumist mitmel lainepikkusel, tagades seeläbi pestitsiidide kvalitatiivse iseloomustamise suurema tõenäosuse.

Üks usaldusväärsemaid viise ökotoksiliste ainete tuvastamiseks on hübriidmeetodid, mis põhinevad analüüsitavate ainete kromatograafilisel eraldamisel ja sellele järgneval identifitseerimisel spektraalsete (massi-, infrapuna-, aatomiemissiooni) detektorite abil. Sel juhul registreeritakse lisaks määratavate retentsiooniparameetritega kromatogrammidele ka ühendite vastavad (massi-, infrapuna-, aatomiemissiooni) spektrid. Siiski, nagu on märgitud, "ükski teadaolevatest analüüsimeetoditest ei taga ühegi ühendi usaldusväärset tuvastamist." Sellele tuleb lisada, et hübriidmeetodite kasutamist piirab kallis riistvara.Iga pestitsiidide kvalitatiivseks iseloomustamiseks kasutatava meetodi eelised ja piirangud on toodud tabelis 1.2.

Pestitsiidide lineaar-logaritmiliste retentsiooniindeksite ja suhtelise optilise tiheduse määramine pöördfaasi kõrgfektiivses vedelikkromatograafias

Kasutasime pestitsiide, mille loetelu on toodud tabelis 2.1., aga ka ühendeid (1-23) üldstruktuurivalemiga RRP(=X)SR (tabel 2.2.), mis on sünteesitud Organoelementide Ühendite Instituudis (Moskva). ), füüsikalis-keemilised omadused, mida iseloomustavad . Ühendite eraldamine pöördfaasi HPLC abil viidi läbi Watersi vedelikkromatograafil Nova-Pac Qg kolonniga (3,9 x 150 mm) ja UV-detektoriga lainepikkustel 220 ja 254 nm. Liikuva faasina kasutati atsetonitriili ja vee segu, eluendi voolukiirus oli 1 ml/min. Analüüs viidi läbi gradientelueerimisrežiimis CH3CN algkontsentratsiooniga 10% ja selle muutumise kiirusega 1,5% minutis. Süsteemi surnud aeg määrati kaaliumbromiidi lahuse (220 nm) doseerimisega. Säilitusajad registreeriti tarkvara Millennium abil. RI väärtuste määramiseks viidi proovidesse võrdlus-n-alküülfenüülketoonide PhCOCnH2n+i (n = 1–3,5) segu. Lineaar-logaritmilised retentsiooniindeksid [RI(HPLC)] arvutati juhendis esitatud programmi (QBasic) abil. Nende ühendite RI väärtuste (HPLC) arvutamiseks, mille retentsiooniajad on lühemad kui esimesel võrdluskomponendil (atsetofenoonil), kasutage punktis kirjeldatud retentsiooniaja ekstrapolatsiooni algoritmi. Suhteliste optiliste tiheduste määramiseks Aotn.= A(254)/A(220) registreeriti kromatogrammid paralleelselt kahel määratud lainepikkusel, millele järgnes piigi pindala suhte Aotn.= S(254)/S(220) arvutamine. . Lineaarse regressioonivõrrandi parameetrite arvutamine kujul: log Р = al +b, kus / - ainete retentsiooniindeksid pöördfaasilises HPLC-s, a, b - võrrandi koefitsiendid; viidi läbi tarkvara Origin for Windows abil.

Log P väärtuste hinnangud vastavalt aditiivsetele skeemidele (molekulaarsete fragmentide log P juurdekasvu alusel) viidi läbi tarkvara ACD ja CS ChemDraw Ultra abil. Taimsete objektide [kurgid (külmutatud), õled, kõrred, teravili] pestitsiidide sisalduse kvantitatiivse hindamise iseärasusi iseloomustati kolme ühendi näitel: dimetoaat, pirimikarb ja malatioon. Pestitsiidide standardlahused atsetoonis (keemiliselt puhtad) kontsentratsiooniga 0,1 mg/ml (ja dimetoaadi puhul 0,01 mg/ml) valmistati esialgsete põhilahuste lahjendamisel kontsentratsiooniga 1 mg/ml ja kanti peale võimalikult ühtlaselt ( 1-2 ,5 ml) töötlemata (kontroll) taimeproovidesse, millele järgneb loksutamine ja segamine 5 minutit. Avastatavate pestitsiidide puudumist kontrollproovides kinnitati katseliselt, kasutades Proovi ettevalmistamine edasiseks kromatograafiliseks analüüsiks viidi läbi kahel viisil: LE-ga (kurgid, õled, kõrvad, tera) ja SPE-ga (kurgid) Proovi ettevalmistamine vedelekstraktsiooni abil. Dimetoaati ja malatiooni sisaldavate proovide ettevalmistamine viidi läbi vastavalt fosfororgaaniliste pestitsiidide rühmamääramise meetodile. See hõlmas pestitsiidide ekstraheerimist kurgiproovidest 50% atsetooni vesilahusega (ekstraheerimise efektiivsuse suurendamiseks kasutati ultrahelivanni).

Saadud ekstraktid filtriti läbi paberfiltri. Filterkooki pesti 50% atsetooni vesilahusega. Pestitsiidide reekstraheerimine vee-atsetooni lahustest viidi läbi diklorometaaniga (kolm korda 30 ml). Diklorometaani lahused kuivatati, lastes need läbi veevaba naatriumsulfaadi kihi (analüütiline puhtus) ja aurutati tõmbekappis toatemperatuuril õhuvoolus kuivaks. Kuiv jääk lahustati 10 ml heksaanis ja kromatografeeriti. Pirimikarbi sisaldavate proovide ettevalmistamine viidi läbi vastavalt punktis kirjeldatud protseduurile. See põhineb pestitsiidi ekstraheerimisel analüüsitavatelt objektidelt 0,1 N vesinikkloriidhappe lahusega. Saadud ekstraktid leelistati 1 N naatriumhüdroksiidi lahusega pH väärtuseni 8–10 ja pirimikarb ekstraheeriti uuesti kloroformiga (kaks portsjonit 75 ml). Kloroformi ekstraktid kuivatati, lastes need läbi veevaba naatriumsulfaadi kihi ja aurustati tõmbekapis toatemperatuuril õhuvoolus kuivaks. Kuiv jääk lahustati 10 ml heksaanis ja kromatografeeriti. Proovi ettevalmistamine tahkefaasilise ekstraheerimisega. Analüüsitud proovidest ekstraheeriti pestitsiidid 50% atsetooni vesilahusega (ultrahelivannis). Pärast atsetooni vesilahuste filtreerimist ja filtrikoogi pesemist (50% atsetooni vesilahus) aurustati atsetoon kombineeritud ekstraktidest täielikult. Ülejäänud vesilahused filtriti uuesti läbi filterpaberi. Enne kodumaiste sorbentide Diapak C16 (partii nr 1002) kasutamist need aktiveeriti (kassettide aktiveerimine, vt lõik 2.2. eespool). Seejärel pumbati analüüsitud vesilahused läbi padrunite kiirusega mitte üle 2 ml/min, tekitades veejoapumbaga väljalaskeavas vaakumi. Seejärel kuivatati padruneid heeliumivoolus 30 minutit. Elueerivate lahustitena kasutati heksaani (20 ml), diklorometaani (20 ml) ja atsetooni (15 ml). Eluaadid aurustati tõmbekapis toatemperatuuril kuivaks.

Pärast aurustamist lahustati jäägid 10 ml heksaanis ja kromatografeeriti. Gaasikromatograafiline analüüs dimetoaadi, pirimikarbi ja malatiooni kombineeritud juuresolekul viidi läbi, kasutades Tsvet 55OM instrumenti, mis oli varustatud termodetektoriga ja 2 m x 3 mm klaaskolonniga, mis oli täidetud 5% SP 2100-ga Chromosorb W-l (0,200-0,250 mm). Kolonni temperatuur 220, aurusti 250, detektor 390C. Kandegaasi (lämmastiku) kulu - 30 ml/min, vesinik 14 ml/min, õhk 200 ml/min. Dimetoaadi gaaskromatograafiline analüüs viidi läbi Tsvet 550M instrumendil, millel oli termioondetektor ja 1 m x 3 mm klaaskolonn, mis oli täidetud 5% SE-30-ga kromatoonil N Super (0,125-0,160 mm). Kolonni temperatuur 200, aurusti 240, detektor 320C. Kandegaasi (lämmastiku) kulu - 28 ml/min, vesinik 14 ml/min, õhk 200 ml/min. Proovid (1 ui) doseeriti Hamiltoni mikrosüstlaga. Analüüsitud proovide pestitsiidide sisalduse kvantitatiivne hindamine välisstandardi meetodil viidi läbi vastavalt võrrandile (kõikidel juhtudel olid analüüsitud kogused samad ja moodustasid 10 ml):

Potentsiaalsete fosfororgaaniliste pestitsiidide hüdrofoobsuse parameetrite hindamine nende retentsiooniindeksite järgi pöördfaasilise kõrgjõudlusega vedelikkromatograafias

Orgaaniliste ühendite erinevate omaduste hulgas on erilisel kohal jaotuskoefitsiendid 1-oktanool/vesi süsteemis (log P). Seda parameetrit, mis on pakutud orgaaniliste ühendite hüdrofoobsuse mõõtmiseks, kasutatakse erinevatel eesmärkidel. Üks neist on ökotoksiliste ainete käitumise ennustamine keskkonnaobjektides. Teadaolevate andmete arvessevõtmine pestitsiidide lagunemise kohta taimedes ja pinnases näitab selgelt väljendunud nende avastamise kestuse sõltuvust sellistes objektides hüdrofoobsuse parameetritest. Nii näiteks näitavad püretroidide ja fosfororgaaniliste pestitsiidide võrdlusomadused (püretroidide log P väärtused on keskmiselt 2–4 ühikut kõrgemad kui FOP puhul) püretroidide pikemat säilimist erinevates põllukultuurides (1–2 nädalat rohkem), hoolimata oluliselt madalamatest (mitu kordadest) kulunormidest. Isegi sama ühendite klassi piires on hästi jälgitav pestitsiidide pinnases registreerimise kestuse sõltuvus nende hüdrofoobsusest.

Näiteks tuvastatakse rohkem hüdrofoobseid FOP-sid (log P 3-4) 5-15 päeva kauem kui vähem hüdrofoobseid (log P 1). Lisaks pestitsiidide käitumise hindamisele ja prognoosimisele erinevates keskkonnaobjektides saab log P väärtusi kasutada ühe kriteeriumina uute perspektiivsete taimekaitsevahendite valimisel. Seega arvatakse, et fosfororgaaniliste ühendite insektitsiidne toime korreleerub ka nende hüdrofoobsusega ja seega võivad log P väärtused olla kasulikud uute insektitsiidide otsimisel. Proovide ettevalmistamisel SPE-ga modifitseeritud silikageelidel, nagu on märgitud kirjanduse ülevaates, omistavad mitmed autorid pestitsiidide ekstraheerimise tõhususe nende hüdrofoobsusele. Seetõttu pakub see parameeter huvi mitte ainult ökoloogilise käitumise iseloomustamiseks või uute paljulubavate pestitsiidide otsimiseks, vaid ka analüütilisest seisukohast. Log P eksperimentaalne määramine 1-oktanool/vesi süsteemis on seotud oluliste raskustega, millest peamiseks tuleks pidada mõlema lahusti aeglaselt eralduvate emulsioonide moodustumist üksteises. See toob kaasa tarbetult pika tasakaaluperioodi, mille puudumine väljendub paljude ainete log P väärtuste madalas laboritevahelises reprodutseeritavuses (mõned hinnangud pestitsiidide näitel vt ). Tuntud meetodid log P määramiseks võib jagada kahte rühma – otsene ja kaudne.

Otsesed meetodid põhinevad ainete tasakaalukontsentratsioonide otsesel mõõtmisel mõlemas (või ühes, kõige sagedamini vees) kooseksisteerivas faasis. Selliste meetodite klassikaline näide on laialdaselt kasutatav "loksutuskolvi" meetod, mis võimaldab määrata log P väärtusi vahemikus -2,5 kuni +4,5. Kuid paljudel juhtudel ulatub selle abil saadud andmete laboritevaheline reprodutseeritavus ± 1,3 log Р ühikuni. Muud log P määramise meetodid on kas pikad või nõuavad spetsiaalsete seadmete kasutamist. Tekkimiseni viisid raskused log P väärtuste otsesel mõõtmisel suur hulk kaudsed meetodid nende hindamiseks. Mõned neist põhinevad log Р arvutamisel aditiivsete skeemide järgi (molekulaarsete fragmentide log Р juurdekasvu alusel, sealhulgas kaasaegse tarkvara (ACD või CS ChemDraw) abil), teised hõlmavad kaheparameetrilise lineaarse regressiooni võrrandi kasutamist. vorm (8), mille koefitsiendid arvutatakse vähimruutude meetodil varem iseloomustatud ainete andmekogumites:

Parameetrid A hõlmavad nii molekulaarseid omadusi – polariseeritavus (molekulaarmurdumine), ionisatsioonipotentsiaali, dipoolmomenti ja mõningaid füüsikalis-keemilisi konstante – keemistemperatuuri, lahustuvust vees (ainult homoloogsetes seeriates), aga ka eksperimentaalselt määratud retentsiooniparameetreid pöördfaasis. HPLC (tavaliselt kasutatakse retentsioonitegurite logaritme või mahtuvustegurit log k1). Vaatamata suurele hulgale näidetele sorbaatide hüdrofoobsuse karakteristikute kohta log k (HPLC) järgi, on sellised kromatograafilised invariandid nagu retentsiooniindeksid, mis sõltuvad eraldustingimustest vähem kui mahtuvustegurid, siiski.

Taimsete objektide pestitsiidide sisalduse hindamise välisstandardi ja standardlisandi meetodite võrdlus

Taimsete objektide pestitsiidide taseme hindamine on ökotoksiliste ainete jälgede määramisel ülioluline ja viimane etapp. Kirjanduse ülevaates märgiti, et selleks kasutatakse kahte kvantitatiivse kromatograafilise analüüsi meetodit: kõige populaarsem on välisstandardi meetod (absoluutse kalibreerimismeetodi variatsioon) ja sisestandardi meetod. Välisstandardi meetodi laialdane kasutamine on tõenäoliselt tingitud lihtsast määramisprotseduurist.

See seisneb standardi lahuste ja sihtproovist saadud proovi analüüsis koos pestitsiidi kontsentratsiooni edasise määramisega proportsioonide järgi: kus Cx, Cst. - analüüdi kontsentratsioonid uuritavates ja standardlahustes; Mh, Met. - analüüdi kogus uuritavas ja standardlahustes (kui nende mahud on võrdsed); Рх, Рst# - analüüdi piigi pindala (kõrgus) katse- ja standardlahustes Kvantitatiivse määramise tulemuste vea juhusliku komponendi hindamine välisstandardi meetodil viiakse läbi suhtarvude järgi. : kus 5СХ, 5Сst. 5MX, 8MST. vead pestitsiidi koguste määramisel ja täpsustamisel analüüsitavates ja standardlahustes (kui nende mahud on võrdsed); 8PX, SPSCT. - vead pestitsiidide piikide pindalade (kõrguste) määramisel katse- ja standardlahustes. Kuid proovide kromatograafiliseks analüüsiks ettevalmistamise erinevates etappides võib täheldada pestitsiidide märkimisväärset kadu, mis viib nende kontsentratsiooni vähenemiseni lõplikus katselahuses ja selle tulemusena alahinnatud määramistulemusteni. Samuti märgiti kirjanduse ülevaates, et sisestandardi meetod võimaldab vähendada süstemaatilise vea mõju analüüside lõpptulemustele. Selle eelis oleks sel juhul vaieldamatu, kui sisestandardite valimisel ei tekiks raskusi. Samas ei ole selline sisestandardi meetodi variatsioon nagu standardlisamismeetod veel rakendust leidnud taime(ja muude) objektide pestitsiidide sisalduse hindamisel. See meetod hõlmab analüüdi enda kasutamist sisestandardina. Selle sisalduse määramiseks proovis (Cx) on vaja analüüsida kahte proovi: esialgset proovi ja proovi pärast teadaoleva koguse standardlisandi lisamist.

Lihtsa proportsiooni järgi (kui analüüsitud mahud on võrdsed), sidudes kromatograafilise signaali suurenemise uuritava ühendi lisamisega, määratakse selle esialgne sisaldus proovis: määratud analüüdi kogus algproovis; MDob. - võrdlusnäidise lisamine; Rx, Rx + DOB. on algproovile ja lisandiga proovile vastavate proovide analüüdi piikide pindalad (kõrgused), m on lähteproovi mass, V on analüüsitava proovi maht. Kvantitatiivsete määramiste (SMX) tulemuste juhuslikku viga standardse liitmismeetodiga (8MDAb «SP ja SV« 8 MDAb. juures) saab hinnata seosega: . Avaldiste (15) ja (16) võrdlus näitab, et standardse liitmismeetodi määramisvea juhuslik komponent Px Px+add korral on suurem kui välise standardmeetodi puhul, kuna (Px+DDb / (Px+add - Px )» 1, kuid Рх+lisa » Рх ja sellest tulenevalt Рх+lisa / (Рх+Add - Рх) « 1 juures on need väärtuselt võrreldavad. Lisaks on selle lisaallikaks katseoperatsioonide arvu kahekordne suurenemine proovi ettevalmistamisel.Samas aga süstemaatilise vea mõju vähenemine standardlisamise meetodil (nagu ka sisestandardi meetodil) reeglina võimaldab oluliselt vähendada määramiste koguviga.

Kotšmola, Nikolai Maksimovitš

Kromatograafilised meetodid on jätkuvalt pestitsiidide analüütilise keemia peamine tööriist. Arengukiiruste osas on nende seas esikohal kapillaargaaskromatograafia (GC), kõrgsurvevedelikkromatograafia (HPLC) ja gaasikromatograafia-massispektromeetria (GC/MS, LC/MS). Kapillaar-GC-l pole mitme pestitsiidijäägi määramise meetodite väljatöötamisel alternatiivi. p> aastal kasutatud pestitsiidide seeria põllumajandus Ukrainas ei saa nende madala lenduvuse või ebapiisava termilise stabiilsuse tõttu teha otsest gaasikromatograafilist määramist. Et neid ühendeid oleks võimalik GC abil määrata, muundatakse need erinevateks derivaatideks. Selline operatsioon suurendab tavaliselt lenduvust ja vähendab kromatografeeritud ühendite adsorptsiooni tahketel kandjatel, suurendab nende termilist stabiilsust ja parandab eraldumist. Mõnel juhul saavutatakse sellega ka saadud derivaatide tuvastamise tundlikkuse oluline tõus. Kõik see on reaktiivse gaasikromatograafia teema. Esimest korda kodumaistes uuringutes oleme näidanud reaktiivgaaskromatograafia kasutamise efektiivsust pestitsiidide analüüsimisel herbitsiidide jääkkoguste määramise näitel - fenoksüalkaankarboksüülhapete derivaadid (2,4-D, 2,4-DM) toiduainetes. Sellest ajast peale on reaktsioonigaasikromatograafia meetodit laialdaselt kasutatud instituudi laborites pestitsiidide riiklike katsete läbiviimisel ning riikliku sanitaar- ja hügieenikontrolli läbiviimisel. AAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAA

HPLC meetod on näidanud teatud eeliseid pestitsiidide ja nende metaboliitide ühisel määramisel ühes proovis. See kehtib eriti nende pestitsiidide kohta, mida ei saa GC abil määrata nende termilise ebastabiilsuse, kõrge polaarsuse ja madala lenduvuse tõttu. HPLC kasutamine pestitsiidide analüüsimisel välistab töömahuka derivatiseerimise. Instituut oli üks esimesi Ukrainas, kes hakkas seda meetodit pestitsiidide määramiseks kasutama. Praegu on HPLC paljudes instituudi laborites rutiinne analüüsimeetod. Seda meetodit kasutatakse eriti laialdaselt toiduainete riikliku sanitaar- ja hügieenikontrolli käigus.

Loetledes pestitsiidide jääkide analüüsimisel kasutatavaid kromatograafilisi meetodeid, ei saa mainimata jätta ka õhukese kihi kromatograafia (TLC) meetodit, mille avastasid 1938. aastal Ukraina teadlased N. A. Izmailov ja M. S. Schreiber. Poolkvantitatiivne TLC on praegu odav ja tõhus meetod pestitsiidide jääkide eraldamiseks, tuvastamiseks ja poolkvantiteerimiseks. Just TLC poolkvantitatiivne versioon mängis suurt rolli Ukraina tervishoiuministeeriumi keemilise analüüsi talituse moodustamisel pestitsiidide jääkide sisalduse jälgimiseks toiduainetes ja keskkonnaobjektides, kui GC ja HPLC meetodid veel puudusid. saadaval laialdaseks kasutamiseks. See oli suuresti tingitud instituudi seinte vahel tehtud tööst. Praegu kasutatakse pestitsiidide jääkide analüüsimisel TLC-d peamiselt alternatiivse analüüsimeetodina, et kinnitada GC ja HPLC meetoditega saadud pestitsiidide õiget identifitseerimist. TLC on asendamatu vahend ka pestitsiidide jääkide analüüsimisel, kui on vaja kontrollida väga suures koguses toidu- või keskkonnaproove pestitsiidide esinemise suhtes. Sellistel juhtudel rakendatakse tavaliselt sõeluuringu metoodikat. Kõiki proove, mis annavad "positiivse" reaktsiooni, analüüsitakse täiendavalt mõne spetsiifilisema instrumentaalmeetodiga (GC, HPLC, GC/MS, LC/MS), samas kui kõik negatiivsed sõelumise tulemused aktsepteeritakse lõplikena ilma igasuguse kontrollita. Instituudil on seadmed kvantitatiivse TLC jaoks (KAMAG, Saksamaa). Sellegipoolest tuleks TLC edasise kasutamise väljavaated pestitsiidide analüüsimisel peamiselt seostada selle meetodi poolkvantitatiivse versiooniga. Sellele pole alternatiivi.

Iga pestitsiidide kasutamise etappi maailma põllumajanduspraktikas alates eelmise sajandi 40ndate lõpust kuni tänapäevani saab iseloomustada oma keemiliste ja analüütiliste probleemidega. Siiski jääb muutumatuks üks probleem pestitsiidide jääkide analüüsis – vajadus pidevalt vähendada pestitsiidide kvantitatiivse määramise piire (limit of quantitafication, LOQ). Väga madalate kvantitatiivse määramise piiride saavutamisega MVI kasutamisel kaasneb analüüsitulemuse usaldusväärsuse (tuvastususaldusväärsuse) taseme langus. Sageli on väga madalate kvantitatiivsete piiride saavutamiseks vaja kasutada keerulist mitmeastmelist puhastusprotseduuri ja derivatiseerimisetappi, et saaks kasutada väga selektiivseid ja ülitundlikke detektoreid (ECD, TID). Sellega kaasnevad aga paratamatult nende toimingute käigus analüüdi kaod, mis toob kaasa analüüsivea suurenemise. Lisaks aitab kaasa ka analüüsitava maatriksi koostise varieeruvus proovide lõikes. Sellega seoses ei saa analüütiline keemik alati rahuldada hügienisti ja toksikoloogi soovi saada väga madalate kvantitatiivsete määramispiiridega MVI tulenevalt kasutatavate instrumentide tehnilistest võimalustest ja väljatöötatava MVI metoodilistest piirangutest. MVI väljatöötamisel ei peaks analüütiline keemik keskenduma mitte ainult analüüsitavate pestitsiidide kvantitatiivse määramise madalate piiride saavutamisele, vaid ei tohi unustada ka pestitsiidijääkide analüüsi olulisemaid aspekte: tuvastamise usaldusväärsus ja tulemuste reprodutseeritavus. Teadaolevalt ei ole Ukrainas praegu mõnedes põllukultuurides ja toiduainetes pestitsiidide sisaldus lubatud (nn nulltolerants) või on see avastamispiiri (LOD) tasemel, st tuvastatavad pestitsiidijäägid on peetakse vastuvõetamatuks. Sellistel juhtudel on esmatähtis pestitsiidi identifitseerimise usaldusväärsus, mitte selle sisalduse täpne kvantitatiivne kindlaksmääramine, kuna pestitsiidi avastamise fakt on aluseks põllumajandusliku tooraine või põllumajandusliku tooraine kasutamise keelamisele. toiduained. Nendel juhtudel on poolkvantitatiivse TLC variandi kasutamine täielikult õigustatud, tingimusel et saavutatakse kindlaksmääratava pestitsiidi usaldusväärne identifitseerimine.

Mõistes analüütide identifitseerimise usaldusväärsuse parandamisega seotud küsimuste olulisust pestitsiidijääkide analüüsimisel, võtsime ette süstemaatilised uuringud kloori- ja lämmastikku sisaldavate pestitsiidide molekulidevaheliste interaktsioonide uurimisel gaasi- ja vedelikkromatograafia tingimustes. Samal ajal tuvastati esmakordselt korrelatsioonisõltuvuste olemasolu erinevate sorbtsioonimehhanismidega kromatograafiliste meetoditega saadud homoloogsete sorbaatide seeria liikmete retentsiooniparameetrite vahel. Selliste sõltuvuste kasutamise efektiivsust pestitsiidide identifitseerimise usaldusväärsuse parandamiseks demonstreeriti klooralkaankarboksüül- ja klorofenoksüalkaankarboksüülhapete ja nende estrite, klorofenoolide, asendatud fenüüluureate, nitrofenoolide ja nitrofenoolsete ühendite, asendatud bensotriasiinide, sbensotriasiinide ja bensoetriasiinide homoloogsete seeriatega. näitena.

Optimaalsete meetodite otsimine pestitsiidide analüüsimiseks on analüütilise keemia üks olulisemaid probleeme. Kaasaegsest vaatenurgast hõlmavad need peamiselt kapillaargaasikromatograafiat (GC), kõrgsurvevedelikkromatograafiat (HPLC), õhukese kihi kromatograafiat (TLC) ja kapillaarelektroforeesi (CE). Nendel meetoditel on suur eraldusvõime, mis on vajalik mitmekomponentsete proovide analüüsimiseks, ja kõrge tundlikkus, mis võimaldab määrata pestitsiide kontsentratsioonidel 1 μg/dm 3 ja alla selle.

Konkreetse analüüsimeetodi valiku määrab suuresti analüüsiülesanne ise. Tüüpilised ülesanded hõlmavad järgmist:

- pestitsiidide määramine nende tootmise erinevates etappides, valmisvormide valmistamine, nende ladustamise ajal;

− pestitsiidide jääkkoguste määramine põllumajandustoodetes, pinnases ja looduslikes vetes;

− pestitsiidide määramine bioloogilistes proovides;

− pestitsiidide määramine toiduainetes, atmosfääris, joogivees.

Viimased kaks ülesannet on kõige keerulisemad, kuna need nõuavad üheaegselt mittetuntud ainete määramist, vaid kogu praktikas kasutatavate pestitsiidide loetelust ühendite komplekti, mille arv ületab 1000 nimetust. Seda tüüpi ülesandeid nimetatakse mõnikord sõelumisülesanneteks. Neid lahendatakse peamiselt massispektromeetrilise detekteerimisega GC meetodil (GC-MS), kui pestitsiidide identifitseerimine toimub eelnevalt loodud massispektrite raamatukogu järgi.

Arvestades pestitsiidide suurt mitmekesisust, tuleks nende määramismeetodite valimisel eelistada "universaalseid" meetodeid. “Igal ainel oma analüüsimeetod” põhimõttel töötav labor suudab saavutada kõrge tootlikkuse vaid suhteliselt väikese hulga ainete puhul. Ühelt pestitsiidide rühmalt teisele üleminek nõuab palju aega instrumentide ümberehitamiseks ja kalibreerimiseks, standardite ettevalmistamiseks jne.

Arvestades keemilis-analüütilisi meetodeid nende "universaalsuse" seisukohast seoses pestitsiidide analüüsiga, võib teha järgmised märkused.

TLC meetod on üsna tundlik ja hõlpsasti teostatav, kuid suhteliselt madala eraldusvõime tõttu ei saa see olla "universaalne".

GC-meetodil on väga kõrge eraldusvõime, kuid selle kasutamist piirab mitmete pestitsiidide termiline labiilsus ja vajadus kaasata erinevaid viise paljude pestitsiidide keemiline derivatiseerimine, et suurendada nende lenduvust.

Kõrge eraldusvõimega kapillaarelektroforeesi meetod ei anna vastuvõetavat kontsentratsioonitundlikkust ja nõuab väga kõrget proovi kontsentratsiooni, mis on sageli võimatu pestitsiidide piiratud lahustuvuse tõttu.

HPLC meetod annab piisava lahutusvõime paljude probleemide lahendamiseks, ei vaja reeglina eelderivatiseerimist ning sobib kuumalabiilsete pestitsiidide analüüsiks. Koos GC-ga võimaldab see lahendada peaaegu kõiki probleeme ja just neid kahte meetodit kasutatakse kaasaegses keskkonnaanalüütilises keemias enim.

Pestitsiidid, nagu juba mainitud, on klassifitseeritud prioriteetsete ökotoksiliste ainete hulka ja seetõttu peavad need olema keskkonnaobjektides pideva kontrolli all. Pestitsiidide seire hõlmab nende kvantitatiivset määramist laias kontsentratsioonivahemikus, sealhulgas tausttasemes. Pestitsiidide määramisel kasutatavate analüüsimeetodite hulgas on esiteks gaasi- ja vedelikkromatograafia kõrgjõudlusega variandid.

Kõrgefektiivne vedelikkromatograafia (HPLC) on üks informatiivsemaid analüüsimeetodeid. Seda kasutatakse laialdaselt kõigis arenenud riikides, kuid võrreldes teiste füüsikalis-keemiliste analüüsimeetoditega nõuab see kõrgelt kvalifitseeritud töötajaid ning ühe analüüsi maksumus ulatub mitmekümne ja isegi sadade USA dollariteni. Seega on HPLC analüüsi protseduuri lihtsustamine ja selle maksumuse vähendamine oluline ülesanne.

Need HPLC puudused tulenevad asjaolust, et iga pestitsiidi (või pestitsiidide rühma) reguleerivad dokumendid reguleerivad HPLC analüüsi "unikaalset" versiooni. See toob kaasa vajaduse kromatograafi sageli ümber ehitada, mis võtab palju aega ja nõuab teatud kogemusi. Lisaks peab analüütiline labor, mis teeb paljusid erinevaid meetodeid hõlmavaid analüüse, hoidma kallite kolonnide, orgaaniliste lahustite ja pestitsiidide etalonstandardite ladu.

Maailmapraktikas HPLC abil määratud pestitsiidide hulka kuuluvad mittelenduvad ja termolabiilsed ühendid. Nende hulka kuuluvad atrasiin, simasiin, kloorprofaam, linuroon, kloortoluroon, alakloor, trifluoaliin.

Pestitsiidide analüüsimisel kasutatakse spetsiaalseid proovide ettevalmistamise meetodeid, mida on kasulik üksikasjalikumalt käsitleda.

Vedelik-vedelik ekstraheerimine (LLE) on klassikaline meetod pestitsiidide ekstraheerimiseks veeproovidest. Tavaliselt korratakse jaotuslehtris 500–1000 ml vesiproovi ekstraheerimist mitu korda. Kõige populaarsem lahusti on diklorometaan. See on võimeline eraldama erineva polaarsusega ühendeid ja on kergesti aurustuv. USA Keskkonnakaitseagentuuri (EPA) meetodites 8120 ja 8140 kasutatakse LLE-d koos diklorometaaniga, et määrata vees 15 kloororgaanilist ja 21 fosfororgaanilist pestitsiidi. Herbitsiidide – karboksüülhapete derivaatide – ekstraheerimiseks hapestatakse lähtevesi pH väärtuseni<2 и затем экстрагируют неионизованные молекулы диэтиловым эфиром или дихлорметаном.

Klassikalist LLE-d on raske automatiseerida, see nõuab suuri koguseid toksilisi lahusteid ja on väga aeganõudev. Lahustikihtide eraldamist tugevalt saastunud vee analüüsimisel takistab sageli stabiilsete emulsioonide teke. Sellistel juhtudel on soovitatav kasutada ühte pikaajalist LLE-d 1-liitrises jaotuslehtris koos veest raskema lahustiga.

Kuigi klassikalisel LJE-l on palju puudusi, paraneb see jätkuvalt. Nii sündis microLLE, mis töötati välja alternatiivse meetodina herbitsiidi alakloori ja selle kahe metaboliidi määramiseks. MicroLLE põhimõtet - ekstraheerimine suurest veekogusest (400 ml) väga väikese lahustimahuga (500 µl tolueeni) - saab kasutada proovi ettevalmistamiseks GC analüüsiks ilma aurustamisetapita, mis on oluline väga lenduvate ühendite määramine. Võrreldes tahkefaasilise ekstraheerimisega on see proovi ettevalmistamise meetod kiirem ja odavam.

Suur hulk erinevaid herbitsiide (fenüüluuread, triasiinid, dinitroaniliinid, kloroatseetamiidid ja uratsiilid) ekstraheeritakse toiduainetest mehaanilise loksutamise või homogeniseerimise teel orgaaniliste lahustitega, nagu metanool, atsetonitriil, sageli diklorometaan või etüülatsetaat, mis on segatud veega, mõnikord happelise pH juures. .

Väga polaarsed herbitsiidid, nagu glüfosaat, ei lahustu enamikus orgaanilistes lahustites ja neid ekstraheeritakse veega või veega kloroformiga, mõnikord happelise pH juures. Selle protseduuri käigus ekstraheeritakse ka teisi vees lahustuvaid komponente (aminohapped, aminosuhkrud jne). Nende olemasolu häirib glüfosaatide määramist ja muudab vajalikuks ekstraktide puhastamise, mida kõige sagedamini tehakse ioonvahetuskromatograafilistel kolonnidel.

Bipüridiini pestitsiide (dikvaat ja parakvaat on kvaternaarsed ammooniumiühendid) ekstraheeritakse maatriksitest tavaliselt tagasijooksul või väävel- või vesinikkloriidhappega kuumutamisel, millele järgneb tahkefaasiline ekstraheerimine ja kromatograafia.

Tahkefaasi ekstraheerimine (SPE) proovide ettevalmistamise meetodina on tuntud juba 50 aastat. Selle eelised: aja ja lahustite kokkuhoid, emulsiooni moodustumise ohu vältimine, analüüdi jälgede eraldamise võimalus, automatiseerimise võimalus. Eriti sageli kasutatakse SPE-d looduslike vete analüüsimisel.

SPE-d kasutatakse aktiivselt triasiini pestitsiidide ja nende lagunemissaaduste, hüdroksü- s-triasiinid, herbitsiidid - uurea derivaadid, N-metüülkarbamaadid ja nende polaarsed metaboliidid, kloor- ja fosfororgaanilised insektitsiidid, polaarsed püretroidsed pestitsiidid, triasool- ja pürimidiini pestitsiidid. SPE meetodid on välja töötatud mitmekomponentsete segude jaoks, mis sisaldavad suurt hulka erineva klassi pestitsiide. Polaarsete pestitsiidide ekstraheerimise efektiivsuse suurendamiseks kasutatakse mõnikord kahe sorbendi seguga kolonne, näiteks C18- ja fenüülfaasi.

C18-faasiliste hapete SPE-s on kadude vähendamiseks soovitatav proovilahus hapestada pH-ni.<2. Для ТФЭ неионных соединений иногда применяют графитированные сорбенты и фазы, представляющие собой макросетчатые стирол-дивинилбензольные полимеры. Для пестицидов триазиновой группы, производных мочевины и группы феноксикислот успешно используют картриджи с активированной графитированной сажей Carbopack B, ioonivahetusvaigud atsetaadi kujul ja propüül-NH2 faas. Fosfororgaaniliste pestitsiidide SPE jaoks on polüstüreen-divinüülbenseeni tüüpi membraankettad " XAD ».

Ülekriitilise vedeliku ekstraheerimine (SCLE) on suhteliselt uus meetod, mida kasutatakse ainete ekstraheerimiseks spetsiaalsete ekstraktantide – "ülikriitiliste" vedelike abil. Sellised ekstrahendid võivad olla vedel CO 2, NH 3, propaan, butaan jne. Loetletud gaasid lähevad kõrgel rõhul vedelasse olekusse, seetõttu viiakse SCAE läbi autoklaavides. Pärast ekstraheerimise lõppu alandatakse rõhk autoklaavides atmosfäärirõhuni, ekstraheerimisgaas väljub ja autoklaavi jäävad ainult ekstraheeritud ained. Need lahustatakse sobivates lahustites ja lahuseid analüüsitakse.

SQLE-d kasutatakse peamiselt erinevate pestitsiidide klasside analüüsimiseks pinnases, looma- ja taimekudedes. Ekstraheerimise efektiivsust reguleeritakse muude lahustite lisamisega ekstraktandile. Kõige tavalisem süsinikdioksiidile lisatav kaaslahusti on metanool. Selle lisamine võimaldab ületada maatriksi mõju, kui maatriksiga tugevalt seotud pestitsiide ei ekstraheerita puhta süsinikdioksiidiga. Lisaks suurendab metanooli või atsetooni lisamine polaarsete ühendite lahustuvust süsinikdioksiidis.

Otsest SLE-d kasutatakse harva analüütide ekstraheerimiseks vesipõhisest maatriksist. Meetodi piiratus on seotud jää tekkimise probleemiga ja vee eemaldamise probleemiga.

Proovi ettevalmistamise lõpus tehakse pestitsiidide kvantitatiivne määramine HPLC abil ja sageli UV-detektoriga.

« Toiduainetes leiduvate pestitsiidide jääkkontsentratsioonide õhukese kihi kromatograafia»

SISSEJUHATUS

Peatükk 1. Tasapinnalise (õhukese kihi) kromatograafia alused

Peatükk 2. Pestitsiidide analüüsi kaasaegsete instrumentaalmeetodite kasutamise seis ja väljavaated

3. peatükk. Juhised kloororgaaniliste pestitsiidide määramiseks vees, toidus, söödas ja tubakatoodetes õhukese kihi kromatograafia abil

4. peatükk

Kirjandus

SISSEJUHATUS

Kemikaale (insektitsiidid, herbitsiidid, fungitsiidid) kasutatakse mulla väetamiseks, umbrohtude, putukate ja näriliste tõrjeks ning põllukultuuride kaitsmiseks hallituse ja seente eest. Nende abiga suurendavad nad tootlikkust, pikendavad taimede säilivusaega, parandavad puuviljade, köögiviljade ja teravilja välimust. Tänapäeval on valikus 5000 tüüpi pestitsiide ja 700 keemilist koostisainet. Võrreldes 1940. aastate algusega, mil pestitsiide hakati kasutama, on nende tarbimine põllumajanduses kümnekordistunud ning saagikadu, mis on tingitud taimekaitsevahenditest. putukate arv on viimase 50 aasta jooksul kahekordistunud. See statistika seab kahtluse alla pestitsiidide "tõhususe". Huvitav on see, et pestitsiidide kasutamine on viinud 650 kahjuriliigi väljakujunemiseni, mis on mõne sellise mürki suhtes vastupidavad.
Iga päev mürgitab maailmas umbes 3000 inimest pestitsiididest. See on üle miljoni mürgistuse aastas kemikaalidest, mis saastavad õhku, pinnast, vett ja toitu. Euroopa puhul ei ole need arvud vähem šokeerivad. Alles 2005. aastal hakati EL-i riikides püüdma kehtestada ühtseid standardeid toiduainetesse sattuvate kemikaalide ohtlikkuse hindamisel ja ühtset märgistust toidule. Teada on, et paljud taimekaitsevahendid on tervisele ohtlikud ja kantserogeensete omadustega, kuid seni ei saa ostja märgistuse järgi kindlaks teha, kui küllastunud on ostetud toode nendest ebatervislikest ainetest. Arenenud riikides on tarbijal põhimõtteliselt valida, kas osta "orgaanilisi" (kemikaalideta kasvatatud) tooteid või tavalisi. Hinnavahe on väga märkimisväärne ning "orgaaniliste" toodete valik pole nii suur kui tavalistel.

Keskkonnakaitseorganisatsioon tunnistab, et 320-st agronoomias kasutamiseks heaks kiidetud pestitsiidist on vähemalt 66 -
kahtlustatavad kantserogeenid. Paljud neist pestitsiididest on segatud 1200 neutraalse koostisosaga, mille koostisosi ei pea tootjad avalikustama, viidates "ärisaladusele". Neist 800 puhul pole mürgisuse taset veel kindlaks tehtud, kahtlustatakse, et need on kantserogeenid. , seega on see vajalik kasutada toidus leiduvate pestitsiidide tuvastamise meetodeid.

PEATÜKK 1. Tasapinnalise (Õhukihilise) KROMATOGRAAFIA ALUSED

Tasapinnaline (õhukese kihi) kromatograafia

Õhukesekihiline (tasapinnaline) kromatograafia on keerukate looduslike, farmaatsia-, biomeditsiiniliste ja keemiliste objektide kvalitatiivses ja poolkvantitatiivses analüüsis üks juhtivaid kohti. Muude kromatograafiliste meetodite hulgas eristatakse tasapinnalist kromatograafiat järgmiste eeliste ja omadustega:

See on ainus kromatograafiline meetod, mis võimaldab tundmatu segu täielikku analüüsi, kuna uurijal on võimalus kontrollida, kas alguses on alles jäänud elueerimata komponente;

Ületab gaasi- ja

kõrgsurvevedelikkromatograafia, vähemalt suurusjärgus; kasutab lihtsamaid ja odavamaid seadmeid;

Sellel on kõrge selektiivsus, mida on lihtne varieerida, valides liikuva faasi koostise; erinevalt HPLC-st ei ole lahustite valikul piiranguid;

Võimaldab mitme proovi samaaegset eraldamist; ühe- või mitmekordse elueerimise kasutamine (erinevates tingimustes), samuti sama proovi komponentide samaaegne eraldamine erinevate eluentide abil;

Võimalik eraldusvõime optimeerimine

kromatograafiline süsteem komplekssegu eraldamisel ainult huvipakkuvate komponentide jaoks, mis säästab aega;

On võimalik tuvastada ühendeid, millel on kõrge

tundlikkus ja selektiivsus, mida saab kergesti varieerida ilmutusreagendi valimisel; saadud eraldamistulemusi on lihtne visuaalselt hinnata;

Saate kromatogramme hilisemaks salvestada

tuvastada ja teostada spektraalset tuvastamist

kromatograafilised tsoonid pärast eraldamist mis tahes lainepikkuse vahemikus, sealhulgas infrapunakiirgus.

Tasapinnalisel kromatograafial on ka mõned puudused:

Piiratud eraldusvõime eraldusala suhteliselt väikese pikkuse tõttu (3-10 cm);

Tundlikkus on madalam kui HPLC puhul;

Analüüsi tulemuste sõltuvus keskkonnast: suhteline õhuniiskus, temperatuur, samuti saasteainete olemasolu õhus;

Raskused töötamisel väga lenduvate proovidega, samuti õhuhapniku või valguse suhtes tundlike ainetega.

Klassikaline, kõige lihtsam ja laialdasemalt kasutatav õhukese kihi kromatograafia tehnika sisaldab järgmisi põhioperatsioone:

analüüsitud proovi kandmine sorbendikihile;

proovi komponentide eraldamine liikuva faasi voolus eraldi tsoonideks;

3) tsoonide tuvastamine sorbendikihil (sageli reagendiga, mis moodustab eraldunud ainetega värvilisi ühendeid);

4) saadud eraldumise kvantitatiivne hindamine, sealhulgas retentsiooniväärtuse määramine ja aine sisalduse määramine kromatogrammi tsoonides.

Ainetsooni asukohta kromatogrammil iseloomustab R f väärtus, mis võrdub stardijoone ja ainetsooni keskpunkti kauguse suhtega stardijoonest rindejooneni. Rf väärtus on selles süsteemis antud ühendi konstantne väärtus ja see sõltub paljudest tingimustest: elueerimismeetodist, sorbendi kvaliteedist ja aktiivsusest, kihi paksusest, lahustite kvaliteedist, pealekantava aine kogusest, lahustite jooksu pikkus, stardijoone asukoht ja peaaegu ei sõltu temperatuurist. Seda väärtust kasutatakse segu komponentide tuvastamiseks.

Segu komponentide eraldamise kvaliteeti tasapinnalises kromatograafias mõjutavad paljud tegurid: eralduskambri tüüp; kambri ja sorbendikihi eelküllastumine liikuva faasi aurudega; alguspunkti suurus; kaugus algusest kuni plaadi alumise servani; õhu suhteline niiskus laboriruumis; osakeste keskmine läbimõõt ja kuju; sorbendikihi pealekandmise paksus ja ühtlus; kihi mikrokahjustuste olemasolu; sorbenti siduva aine tüüp; elueerimiskiirus; lahusti maht kambris; lisandite olemasolu eluendis; konvektsioon gaasifaasis kambri sees.

Ainete segude eraldamiseks õhukeses sorbendikihis kasutatakse adsorptsiooni-, jaotus- ja ioonivahetuskromatograafiat, mis erinevad peamiselt lahustunud ainete ja tahkete või vedelate faaside vastastikmõju iseloomu poolest, millega nad kokku puutuvad. . Praktikas ei esine need vastasmõjud peaaegu kunagi isoleeritult ja ainete eraldumine on tingitud mitmest koostoimest. Sobiva kromatograafia variandi valikul tuleks ennekõike tähelepanu pöörata eraldatavate ainete struktuurile. Adsorptsiooni- ja jaotuskromatograafia abil eraldatakse ained, mille struktuur erineb polaarsete ja mittepolaarsete asendajate olemuse, arvu ja olemuse poolest. Õhukeses sorbendikihis kromatograafias kasutatakse kõige sagedamini adsorptsioonkromatograafiat, mida on lihtsam teostada, tõhusam ja analüüsitulemused on paremini reprodutseeritavad.

Sorbendid õhukese kihi kromatograafias

TLC-s sorbentidena kasutatakse materjale, mis vastavad järgmistele nõuetele: moodustavad keemiliselt ja füüsikaliselt stabiilsed kihid; ei moodusta eraldatud ainetega kovalentseid sidemeid; ei lahustu liikuvas faasis ega liigu sellega mööda plaati; ei sisalda komponente, mis segavad eraldamist või tuvastamist; neil pole oma värvi; ei paisu ega kahane liikuva faasi toimel.

Sorbendi substraadina kasutatakse klaasi, alumiiniumfooliumi, polümeerkilesid (polüetüleentereftalaat). Aluspinnal oleva sorbendikihi stabiilsuse tagamiseks kasutatakse erinevaid sideaineid: kipsi (5-10%), silikasool, leelismetalli silikaate, polüakrüülamiid, polüakrüüleeter, tärklis. Adsorbendile lisatakse sageli fluorestseeruv indikaator, et tuvastada aineid, mis neelavad spektri UV-piirkonnas. Selleks kasutage: tsingi- ja magneesiumsilikaatide segu; tsingi ja kaadmiumsulfiidide segu; leelismuldmetallide volframid.

Suure tähtsusega, eriti eraldamise tõhususe seisukohalt, on sellised sorbentide omadused nagu osakeste läbimõõt, keskmine osakeste suuruse jaotus ja pooride suurus. Klassikalises õhekihikromatograafias kasutatakse plaatide valmistamiseks osakesi suurusega 5–20 µm. Kõrgefektiivse õhukese kihi kromatograafia (HPTLC) jaoks on vaja sorbenti, mille osakeste läbimõõt on 5–7 µm. Plaatide omaduste võrdlus TLC ja HPTLC jaoks on toodud tabelis.22. Monoliitsed sorbendid on uue põlvkonna statsionaarsed faasid, mida saab kasutada ja mis saadakse tasapinnalises kromatograafias metakrüülpolümeeride, näiteks glütsiinmetakrülaadi ja etüleendimetakrülaadi kopolümeeri otsesel kopolümerisatsioonil. Monoliitsed statsionaarsed faasid ei sisalda osakesi ning eraldusruumi rolli mängivad voolukanalite (pooride) pind ja maht. Monoliitsete sorbentide makropoorne struktuur sisaldab vähemalt kahte tüüpi poore: makropoore ja mesopoore. Selliste kandjate eelisteks on eraldamise kiiruse ja tõhususe märgatav kasv, kuna neil ei ole liidese massiülekande tavalisi difusioonipiiranguid.

Tabel 1. Klassikaliste (TLC) ja suure jõudlusega (HPTLC) õhukese kihi kromatograafia plaatide omaduste võrdlus.

TLC-s kasutatavad peamised sorbentide tüübid

silikageel

polaarne adsorbent, sisaldab aktiivseid silanooli- ja siloksaanrühmi, seda kasutatakse erineva polaarsusega ühendite eraldamiseks.

Alumiiniumoksiid

heterogeense pinnaga polaarne adsorbent, sisaldab aktiivseid OH-rühmi, millel on selgelt väljendunud prootoniaktseptor omadused; seda kasutatakse aromaatsete süsivesinike, alkaloidide, klorosüsivesinike, steroidide eraldamiseks

Florosil - peamine magneesiumsilikaat, asub vahepealsel positsioonil alumiiniumoksiidi ja silikageeli vahel; kasulik flavanoidide, steroidide ja atsetüülitud süsivesinike eraldamiseks

Polüamiidid - polaarsete sorbentide rühm segatud

eraldusmehhanism: karboksamiidrühm vastutab adsorptsioonimehhanismi eest, metüleenüksused vastutavad jaotusmehhanismi eest. Neid sorbente kasutatakse toiduvärvide, flavonoidide, tanniinide, nitrofenoolide, alkoholide, hapete eraldamiseks.

Modifitseeritud silikageelid erineva polaarsusega poogitud rühmadega (amino-, tsüano-, diool-, C2-, Cg-, C1g-).

Sorbendi oluline omadus on selle aktiivsus, mis sõltub veesisaldusest ja väheneb veesisalduse suurenedes sorbendis.

Sorbendi valik on ainete segude edukaks eraldamiseks väga oluline. Eelkõige tuleb lähtuda eraldatavate ühendite omadustest: lahustuvusest (hüdrofiilsus, hüdrofoobsus), funktsionaalrühmade sisaldusest ja olemusest. Silikageelidel ja alumiiniumoksiidil adsorbeeruvad küllastunud süsivesinikud nõrgalt või üldse mitte. Kaksiksidemete, eriti konjugeeritud sidemete SISSEJUHTAMINE suurendab ühendite adsorptsioonivõimet.

Funktsionaalsed rühmad suurendavad veelgi ainete adsorbeerumisvõimet. Funktsionaalrühmade adsorptsioonivõime suureneb järgmises järjekorras:

CH=CH<ОСНз<СООR

Aine sisalduse kvantifitseerimiseks kromatograafilistes tsoonides kasutatakse erinevaid meetodeid:

1. Määramine koos kromatograafilise tsooni eemaldamisega plaadilt võib toimuda kahel viisil: kromatograafilise tsooni ülekandmisega koos sorbendiga või kromatograafilise tsooni ekstraheerimisega sorbendikihist.

2. Ühendite määramine otse plaadil täppide suuruse ja värvi visuaalse võrdlemise teel standardproovide laikude vastavate parameetritega.

3. Densitomeetria meetod, mis parandab määramistulemuste täpsust, põhineb kromatogrammide skaneerimisel nähtavas ja UV-valguses "kromatograafiliste spektrofotomeetrite" densitomeetrite abil. Densitomeetrid võimaldavad mõõta kromatogrammil aine valguse neeldumist ülekande- või peegeldusrežiimis, samuti fluorestsentsi ja selle summutamist. Ülekanderežiim on saadaval ainult siis, kui uuritaval ainel on spektri nähtavas piirkonnas neeldumisriba. UV-piirkonnas ei saa edastusrežiimis registreerimist teostada silikageeli ja kromatogrammi substraadi sisemise neeldumise tõttu.

4. Videodensitomeetri meetod on suhteliselt uus meetod kromatogrammide kvantitatiivseks töötlemiseks. Meetodi põhimõte seisneb kromatogrammi kujutise sisestamises arvutisse videokaamera või digikaamera abil, millele järgneb standard- ja analüütühendite täpiintensiivsuse võrdlus. Videodensitomeeter sisaldab valgustusplokki, videokaamerat koos videohõivekaardi või skanneriga, personaalarvutit koos installitud Windows operatsioonisüsteemiga ja vastavat tarkvara. Venemaal toodab selliseid komplekse STC "Lenchrome" (Peterburi) - densitomeeter "DenScan-O4" ja "Sorbpolimer" (Krasnodar) densitomeeter "Sorbfil". Kromatograafiliste andmete töötlemise programm võimaldab täita järgmisi funktsioone: sisestada kromatogrammide kujutisi ning salvestada need kõrge kvaliteediga ja eraldusvõimega; valida sisendkromatogrammi kujutisele tööala, kus pilti edasi töödeldakse; toota

kohtade automaatne või käsitsi otsimine; viige läbi laikude töötlemine, teisendage need kromatograafiliste piikide kujul, arvutage R r ja piikide pindala väärtused; mõõta aine sisaldust analüüsitud laikudes (suhtelistes ühikutes); kalibreerimissõltuvuste loomiseks sisestage kontsentratsiooni väärtused: lineaarne interpolatsioon; lineaarne lähendus rohkem kui, läbi kahe punkti; ruutinterpolatsioon; arvutab automaatselt aine sisalduse analüüsitud kohtades vastavalt sisestatud kalibreerimisväärtustele; esitada tulemused trükitud dokumentide kujul. 1-3

Täpi kvantitatiivne töötlemine videodensitomeetrias toimub vastavalt kahele tunnusele: punkti pindala ja selle ruumis oleva "mahu" järgi, kõige selle juures kasutatakse kolmanda koordinaadina heledust (täpivärvi intensiivsust) (joonis 1). . 1).

Riis. 1. Heleduse ruumilise jaotuse vaade punktipiirkonnas:

Ai,j - punktipunkti heledustaseme väärtus; Bi,j on aluspinna punkti heledustaseme väärtus.

5. Densitomeetria tasapinnalise skanneriga koos kromatogrammide töötlemise tarkvaraga, mis praktiliselt ei erine videodensitomeetrite jaoks kasutatavatest standardprogrammidest, kuid oluliselt madalama hinnaga. Sel juhul annab skaneerimine kromatograafilistest tsoonidest selgema pildi, mis on seletatav analüüsitavate objektide ebaühtlase valgustuse mõju vähenemisega kui videodensitomeetri puhul.

Rakendus praktiliste probleemide lahendamiseks. Nende kasutamine on eriti tõhus vees, pinnases ja õhus sisalduvate orgaaniliste saasteainete komplekssegude komponentide eelnevaks eraldamiseks (klasside, rühmade, aineliikide kaupa). Individuaalne tuvastamine ainult neid kasutades on raskendatud ülitundlike ja selektiivsete detektorite puudumise tõttu, lisaks on sihtkomponentide määramine vähem täpne kui GC ja HPLC puhul. Tihti kasutatakse TLC-d analüüsi esimeses etapis keerukate ja mitmekomponentsete orgaaniliste ühendite segude eraldamiseks eraldi lihtsamateks rühmadeks ja alles seejärel uuritakse neid rühmi üksikasjalikumalt "peenemate" meetoditega (GC, HPLC, NMR, IR). või massispektromeetria).

TLC kasutamine saastunud mage- ja merevee analüüsimisel avab laialdased võimalused ettevalmistavaks eraldamiseks enne muid meetodeid, soovitud lisandite eraldamiseks ja täiendavaks tuvastamiseks. TLC-d kasutatakse tuvastamiseks ja

erineva iseloomuga ainete poolkvantitatiivne määramine: pindaktiivsed ained, süsivesinikud, PAH-d, fenoolid, pestitsiidid.

Mitteioonsete pindaktiivsete ainete määramiseks reo- ja jõevees kasutatakse silikageeli või Kiselgeli kihiga plaate. Plaadile kantakse pindaktiivsete ainete kloroformi ekstrakt ja need eraldatakse, kasutades liikuva faasina etüülatsetaadi:vee:äädikhappe segusid. Laigud tuvastatakse pihustades seguga: Burgeri reaktiiv: fosforhape: etanool 5% BaCI 2 .2H 2 0 lahus (10:1:10:5). Pindaktiivsed ained ilmuvad roosade laikudena. Meetod võimaldab määrata vees 0,1 kuni 1,0 mg/l mitteioonseid pindaktiivseid aineid. Nendes tingimustes ekstraheeritakse ioonsed pindaktiivsed ained reoveest, kuid need liiguvad koos lahusti frondiga ega paista välja.

Fenoolide määramiseks on välja pakutud palju meetodeid. Klorofenoolid eraldatakse plaatidel alumiiniumoksiidiga korduval elueerimisel benseeniga või silikageeliplaatidel benseeni ja petrooleetri seguga (1:1) elueerimisel. Fenoolid määratakse 4-aminoantipüriini 2% lahuse manifestatsiooniga (tuvastuspiir 0,5 μg / l) või fluorestsents 254 nm juures (kuni 0,5 μg fenoole). Teine võimalus fenoolide määramiseks on eraldamine: antipüriini, 4-aminoantipüriini derivaatide või p-nitrofenüülasovärvidega.4-6

Pestitsiidide kasutamise ulatuse ja ulatuse suurenemine põllumajanduspraktikas stimuleerib jätkuvalt toksiliste orgaaniliste ainete madala kontsentratsiooniga analüütilise keemia meetodite väljatöötamist ja kasutamist keskkonnaobjektide, põllumajandusliku tooraine, sööda ja toidu analüüsimiseks. Pestitsiidide jääkide määramine nendes söötmetes ei ole sõltumatu tähtsusega, vaid on vajalik osa üldisest teabest, et saavutada pestitsiidide kasutamisega seotud riskide piisav hinnang. Riskide hindamine on minevikus olnud peamiselt seotud inimeste ohutusega ning seetõttu on pestitsiidide jääkide määramisel keskendutud peamiselt põllumajanduslikule toorainele ja toiduainetele. Viimastel aastatel on üha rohkem tähelepanu pööratud pestitsiidide mõjule mitte ainult inimesele, vaid ka nende keskkonnale, mis nõuab palju rohkem teavet mitte ainult kasutatavate pestitsiidide, vaid ka nende hävimis- ja ainevahetusproduktide jääkkoguste kohta erinevates keskkondades. Pestitsiidide jääkide uurimine hõlmab nüüd igat tüüpi põllumajanduslikke tooraineid, sööta ja toitu, vett, õhku ja mulda. See koos madala tarbimismääraga pestitsiidpreparaatide kasutuselevõtuga põllumajandustehnoloogiates (<10 г/га) требует принципиально новых подходов и методов для идентификации и количественного определения остатков пестицидов в различных средах.

Võttes arvesse teabe hulka, mida tuleb saada erinevate maatriksite ja söötmete analüüsist, peaks pestitsiidide jääkide mõõtmise (MPM) meetod vastama enamikule või kõigile järgmistest nõuetele:

Tagada analüüdi usaldusväärne eraldamine segavatest lisanditest;

Andke analüüdi ühemõtteline identifitseerimine;

omama madalat kvantifitseerimispiiri;

omada lühikest analüüsiaega;

on madala hinnaga;

Tagada tulemuste mõistlik täpsus ja õigsus;

Tagada tulemuste usaldusväärsus.

Meetodiarendajate soov neid nõudeid võimalikult täielikult rahuldada on üks peamisi stiimuleid MIM-i täiustamisel. Kaasaegne MVI, mis põhineb instrumentaalsetel analüüsimeetoditel, jaguneb järgmisteks etappideks:

Analüüsitud pestitsiidide ja nende metaboliitide ekstraheerimine;

Saadud ekstrakti puhastamine;

Analüüsitud pestitsiidide derivaatide ja nende hävimis- ja ainevahetusproduktide võimalik saamine;

Kromatograafiline eraldamine

Analüüsitavate ainete määramine (avastamine).

MVI-s kasutatav ekstraheerimismeetod peaks tagama analüütide kvantitatiivse ja selektiivse ekstraheerimise, s.t analüütide maksimaalse ekstraheerimise analüüsitavast maatriksist koekstraktsiooni (segavate) ainete võimalikult väikese ekstraheerimise taustal. Vastasel juhul on vaja saadud ekstrakti puhastamise keerulisemat etappi, mis toob paratamatult kaasa analüütide kadu ja analüüsi koguvea suurenemise. Sellest tulenevalt on tänapäeval levinud pestitsiidide jääkide analüüsis üldine suundumus kasutada ekstraheerimismeetodeid, mida on lihtne automatiseerida, mis vähendab käsitsi tehtavate sammude arvu ja kasutatavate orgaaniliste lahustite hulka ning võimaldab analüüsida suure hulga proove. Neid nõudeid täidab tahkefaasiline ekstraheerimine (SPE), mis on alternatiiv traditsioonilisele vedelik-vedelik ekstraheerimisele ja võimaldab kombineerida proovivõttu kontsentreerimisega. Kaubanduslikult saadaolevate valmiskassettide (kassettide) kasutamine SPE jaoks lihtsustab oluliselt proovide analüüsiks ettevalmistamise protseduuri võrreldes traditsiooniliste meetoditega. SPE-d ei kasutata mitte ainult veeanalüüsis, vaid ka mulla, puuviljade, köögiviljade ja muude toiduainete analüüsimisel. Nende maatriksite ekstraktidest, mis on saadud madala polaarsusega ja mittepolaarsete orgaaniliste lahustitega, kontsentreeritakse pestitsiidid molekulaarsetele sorbentidele dipool-dipool interaktsiooni või vesiniksidemete moodustumise tõttu. Nendel eesmärkidel kasutatakse silikageeli, florisiili või alumiiniumoksiidiga täidetud kassette. Oleme süstemaatiliselt uurinud erinevate klasside pestitsiidide jälgede dünaamilise sorptsiooni protsessi stüreeni ja divinüülbenseeni (polüsorb) makrovõrgu "üliristseotud" kopolümeeril. Huvitav on märkida, et seitsme Euroopa ühisprojektis SMT4-CT96-2142 Prantsusmaa, Belgia, Saksamaa, Hollandi, Hispaania ja Portugali uurimiskeskused, mis alustasid 1997. aastal ja mille teemaks oli meetodi väljatöötamine mitmete pestitsiidide jääkide määramiseks joogivees SFE abil, mis võimaldab kontrollida pestitsiide vees. tasemel 0,1 µg/l (vastavalt Euroopa joogivee direktiivi 80/778/EMÜ nõuetele) konverteeritud C18-põhiselt üheksa erinevate ettevõtete sorbenti oh faas ja SDB-1 . Nende uuringute tulemusena leiti, et kõige sobivam sorbent veest pärinevate pestitsiidide SPE jaoks oli SDB-1, stüreeni ja divinüülbenseeni kopolümeeril põhinev sorbent, mille tõhususe sel eesmärgil tegime kindlaks meie poolt eelmise sajandi 80ndate alguses.

Viimastel aastatel on mitmesugustest maatriksitest pestitsiidide ekstraheerimiseks kasutatud sfäärikriitilist vedeliku ekstraheerimist (SFE), mida peetakse alternatiiviks tavapärasele vedeliku ekstraheerimisele Soxhleti aparaadis. Ülekriitiliste vedelikena kasutatakse süsinikdioksiidi, lämmastikoksiidi ning süsinikdioksiidi ja lämmastikoksiidi segusid metanooli ja tolueeniga. Süsinikdioksiidi lahustumisomadused on superkriitilistes tingimustes (temperatuur 40 °C, rõhk 300 atm) sarnased freoonide või heksaani omadega. SFE üks peamisi eeliseid on see, et kõige selle juures ekstraheeritakse analüüsitud maatriksitest erinevate pestitsiidide jäägid ning nende hävimis- ja ainevahetusproduktid, mida traditsiooniliste meetoditega ei ekstraheerita isegi siis, kui ekstraheerimine toimub Soxhleti aparaadis. . SPE seadmed võimaldavad seda protsessi täielikult automatiseerida. Pestitsiidide analüüsi alal töötavad Ukraina analüütilised keemikud peavad veel tutvuma selle võimsa tööriistaga pestitsiidide jääkide eraldamiseks mullast, taimsest materjalist ja loomsetest kudedest, mis võimaldab ekstraheerida suurt hulka proove. Eriti muljetavaldav on SPE efektiivsus selliste supertoksiliste ainete nagu polüklooritud dibensodioksiinid ja polüklooritud dibensofuraanid analüüsimisel.

Pestitsiidide jääkide analüüsimisel ekstraktide puhastamise meetodina kasutatakse tänapäeval sageli geelkromatograafiat kas iseseisva meetodina või mitmeastmelise puhastusoperatsiooni etapina. See puhastusmeetod on eriti efektiivne suures koguses lipiide sisaldavate maatriksite analüüsimisel. Selle puhastusmeetodi puhul on enim kasutatud orgaanilistes lahustites töötavad geelid. On välja töötatud automatiseeritud seadmed, mis võimaldavad puhastada suurt hulka proove ilma laboritöötajate tähelepanuta. Selle puhastusmeetodi tõhusust demonstreerisime esmakordselt kodumaistes uuringutes Saturni ja Prefixi herbitsiide sisaldavate riisi ekstraktide puhastamiseks, kasutades geele, mis on moodustatud stüreeni ja divinüülbenseeni nõrgalt ristseotud kopolümeeridest, mis paisuvad hästi madala polaarses ja mittepolaarses orgaanilises aines. lahustid.

Geelkromatograafia on mitmeastmelise puhastusoperatsiooni asendamatu etapp pestitsiidide mitme jäägi (mitmejäägi) määramise meetodite väljatöötamisel ja kasutamisel. Kasutatavate pestitsiidide arvu suurenemine ja nende sattumise allikad keskkonnaobjektidesse, põllumajanduslikku toorainesse ja toiduainetesse tingib keemilis-analüütiliste uuringute mahu olulise kasvu. Loomulikult on igas analüüsitud maatriksis iga pestitsiidi määramiseks majanduslikult kahjumlik ja ebamugav kasutada eraldi MIM-i. Palju atraktiivsemad on sellised metoodilised lähenemised, mis võimaldavad katta kogu põllumajandustegevuses kasutatavate pestitsiidide koguse mitme MVI poolt. Sellel lähenemisel on mitmeid olulisi eeliseid: esiteks väheneb oluliselt analüüsi koguaeg; teiseks suureneb nende meetoditega määratavate pestitsiidide ja nende metaboliitide koguarv järsult ning kolmandaks saab neid meetodeid vajaduse korral kiiresti kohandada uute analüüsitud maatriksite ja uute pestitsiididega. Praegu kasutatakse välismaal pestitsiidide sisalduse kontrollimiseks ainult pestitsiidide mitme jäägi määramise meetodeid, mis võimaldavad määrata peaaegu kõiki põllumajanduspraktikas kasutatavaid pestitsiide ühes põllumajandustoorme, toidu, vee, mulla või mulla proovis. õhku. Näiteks võimaldab mitme jäägi määramise meetod AOAC 990.06 määrata ühes joogiveeproovis 29 kloororgaanilist pestitsiidi. AOAC 991.07 mitme jäägi meetod on loodud 44 lämmastiku- ja fosfaatorgaanilise pestitsiidi määramiseks ühes joogiveeproovis. Saksamaa tervishoiuministeeriumi mitme jäägi meetod S 8 on mõeldud 91 kloori, fosfori ja triasiini pestitsiidi määramiseks ühes puu- või köögiviljaproovis. Mitme jäägi S 19 (Saksamaa) määramise tehnika võimaldab ühes mullaproovis määrata 220 kloori, fosforit ja lämmastikku sisaldavat pestitsiidi. Euroopa projekti SMT4-CT96-2142 metoodika võimaldab ühest joogiveeproovist määrata 38 pestitsiidi, mis on metoodika väljatöötanud riikide jaoks prioriteetsed.

Kahjuks kasutatakse Ukrainas pestitsiidide jääkide sisalduse kontrollimiseks mõeldud MVI väljatöötamisel siiani lähenemist, mis kujunes välja endise NSV Liidu keemilise kahjuritõrje, taimehaiguste ja umbrohtude riikliku komisjoni sisikonnas ja mis koosneb iga pestitsiidi ja iga analüüsitava maatriksi jaoks on vaja välja töötada eraldi meetodid. See arendus põhineb pestitsiidide arendaja ettevõtte esitatud meetoditel koos sõltumatu labori poolt esitatud meetodite valideerimise aruandega ning põllukultuuride, pinnases, vees ja tööpiirkonna õhus pestitsiidide jääkide määramise põldkatsete tulemustega. . Neid metoodikaid esitab pestitsiidi tootearendusettevõte ainult pestitsiidi riikliku registreerimise läbimiseks Ukrainas, et näidata, et andmed pestitsiidijääkide kohta põllukultuurides, pinnases, vees ja tööpiirkonna õhus, mida ettevõte esindab, on olnud. saadud valideeritud meetoditega. Seega on pestitsiidi tootearendusettevõtte poolt pakutavad MVI-d mõeldud ainult pestitsiidi riikliku registreerimise eesmärgil, mitte aga MVI-d, mida kasutatakse pestitsiidi tootearendusriigis pestitsiidijääkide sisalduse kontrollimiseks põllumajanduslikus tooraines, toidus. tooteid ja keskkonnaobjekte. MVI väljatöötamise eesõigus, mille eesmärk on kontrollida pestitsiidide jääkide sisaldust erinevates meediumites, ei ole välismaal määratud pestitsiidide tootjatele, vaid ministeeriumidele ja osakondadele, kes vastutavad konkreetse kontrollivaldkonna eest. Näiteks USA-s on need Keskkonnakaitseagentuur (EPA) ja Toidu- ja Ravimiamet (FDA).

Seega selleks, et töötada välja kaasaegne strateegia MVI kasutamiseks pestitsiidide jääkide määramiseks Ukrainas, tuleb selgelt eristada MVI-d, mis on vajalikud pestitsiidide riiklikuks registreerimiseks, ja MVI-d, mis on ette nähtud riiklikuks kasutamiseks. pestitsiidide kasutamise sanitaar- ja epidemioloogiline järelevalve. Pestitsiidide riikliku registreerimise eesmärgil on majanduslikult ja metoodiliselt põhjendatud järgmine lähenemine MIM-i väljatöötamisele: üks pestitsiid - üks põllukultuur/keskkond - üks MVI. Selliste MVI-de väljatöötamine põhineb pestitsiidide tootearendusettevõtete esitatud meetoditel. Sel viisil väljatöötatud MVI-sid kasutatakse pestitsiidide jääkide määramisel põllumajanduslikus tooraines, pinnases, vees ja tööpiirkonna õhus ainult pestitsiidide registreerimiseelsete riiklike katsete käigus. Pestitsiidide kasutamise riikliku sanitaar- ja epidemioloogilise järelevalve teostamiseks on loomulikult vajalik MVI, mille väljatöötamisel lähtutakse ühest proovist mitme pestitsiidijäägi määramise põhimõttest. Selliste MVI kasutamine vähendab oluliselt nii nende väljatöötamise kui ka pestitsiidide kasutamise sanitaar- ja epidemioloogilise järelevalve kulusid. Praegu kaalutakse pestitsiidide seiresüsteemi töö taastamise küsimust, mis omal ajal (1984-1991) töötati välja VNIIGINTOKSis (praegu L.I. nimeline Ökohügieeni ja Toksikoloogia Instituut). Selline seire peaks põhinema ainult mitme pestitsiidijäägi määramise meetoditel. Oleme analüüsinud põllumajandustoorainetes, toiduainetes ja keskkonnaobjektides leiduvate pestitsiidide jääkide seire ühtse süsteemi toimimise keemilis-analüütilisi aspekte minevikus, visandanud viisid selle süsteemi moderniseerimiseks ja metoodilised lähenemisviisid mitmete pestitsiidijääkide määramise meetodite väljatöötamiseks. puu-, juurviljades ja vees.

Kromatograafilised meetodid on jätkuvalt pestitsiidide analüütilise keemia peamine tööriist. Arengukiiruste osas on nende seas esikohal kapillaargaaskromatograafia (GC), kõrgsurvevedelikkromatograafia (HPLC) ja gaasikromatograafia-massispektromeetria (GC/MS, LC/MS). Kapillaar-GC-l pole mitme pestitsiidijäägi määramise meetodite väljatöötamisel alternatiivi.

Mitmeid Ukraina põllumajanduses kasutatavaid pestitsiide ei saa nende madala lenduvuse või ebapiisava termilise stabiilsuse tõttu otse gaasikromatograafiliselt määrata. Et neid ühendeid oleks võimalik GC abil määrata, muundatakse need erinevateks derivaatideks. Selline operatsioon suurendab tavaliselt lenduvust ja vähendab kromatografeeritud ühendite adsorptsiooni tahketel kandjatel, suurendab nende termilist stabiilsust ja parandab eraldumist. Mõnel juhul saavutatakse kõige selle juures ka saadud derivaatide tuvastamise tundlikkuse märkimisväärne tõus. Kõik see on reaktiivse gaasikromatograafia teema. Esmakordselt kodumaistes uuringutes oleme näidanud reaktsioonigaaskromatograafia kasutamise efektiivsust pestitsiidide analüüsimisel herbitsiidide – fenoksüalkaankarboksüülhapete derivaatide (2,4-D, 2,4-DM) jääkkoguste määramise näitel. ) toiduainetes. Sellest ajast peale on reaktsioonigaasikromatograafia meetodit laialdaselt kasutatud instituudi laborites pestitsiidide riiklike katsete läbiviimisel ning riikliku sanitaar- ja hügieenikontrolli läbiviimisel.

HPLC meetod on näidanud teatud eeliseid pestitsiidide ja nende metaboliitide ühisel määramisel ühes proovis. See kehtib eriti nende pestitsiidide kohta, mida ei saa GC abil määrata nende termilise ebastabiilsuse, kõrge polaarsuse ja madala lenduvuse tõttu. HPLC kasutamine pestitsiidide analüüsimisel välistab töömahuka derivatiseerimise. Instituut oli üks esimesi Ukrainas, kes hakkas seda meetodit pestitsiidide määramiseks kasutama. Praegu on HPLC paljudes instituudi laborites rutiinne analüüsimeetod. Seda meetodit kasutatakse eriti laialdaselt toiduainete riikliku sanitaar- ja hügieenikontrolli käigus.

Loetledes pestitsiidide jääkide analüüsimisel kasutatavaid kromatograafilisi meetodeid, ei saa mainimata jätta ka õhukese kihi kromatograafia (TLC) meetodit, mille avastasid 1938. aastal Ukraina teadlased N. A. Izmailov ja M. S. Schreiber. Poolkvantitatiivne TLC on endiselt odav ja tõhus meetod pestitsiidide jääkide eraldamiseks, tuvastamiseks ja poolkvantifitseerimiseks. Just TLC poolkvantitatiivne versioon mängis suurt rolli Ukraina tervishoiuministeeriumi keemilise analüüsi talituse moodustamisel pestitsiidide jääkide sisalduse jälgimiseks toiduainetes ja keskkonnaobjektides, kui GC ja HPLC meetodid veel puudusid. saadaval laialdaseks kasutamiseks. See oli suuresti tingitud instituudi seinte vahel tehtud tööst. Praegu kasutatakse pestitsiidide jääkide analüüsimisel TLC-d peamiselt alternatiivse analüüsimeetodina, et kinnitada GC ja HPLC meetoditega saadud pestitsiidide õiget identifitseerimist. TLC on asendamatu vahend ka pestitsiidide jääkide analüüsimisel, kui on vaja kontrollida väga suures koguses toidu- või keskkonnaproove pestitsiidide esinemise suhtes. Sellistel juhtudel rakendatakse tavaliselt sõeluuringu metoodikat. Kõiki proove, mis annavad "positiivse" reaktsiooni, analüüsitakse täiendavalt mõne spetsiifilisema instrumentaalmeetodiga (GC, HPLC, GC/MS, LC/MS), samas kui kõik negatiivsed sõelumise tulemused aktsepteeritakse lõplikena ilma igasuguse kontrollita. Instituudil on seadmed kvantitatiivse TLC jaoks (KAMAG, Saksamaa). Sellegipoolest tuleks TLC edasise kasutamise väljavaated pestitsiidide analüüsimisel peamiselt seostada selle meetodi poolkvantitatiivse versiooniga. Sellele pole alternatiivi.

Iga pestitsiidide kasutamise etappi maailma põllumajanduspraktikas alates eelmise sajandi 40ndate lõpust kuni tänapäevani saab iseloomustada oma keemiliste ja analüütiliste probleemidega. Siiski jääb muutumatuks üks probleem pestitsiidide jääkide analüüsis – vajadus pidevalt vähendada pestitsiidide kvantitatiivse määramise piire (limit of quantitafication, LOQ). Väga madalate kvantitatiivse määramise piiride saavutamisega MVI kasutamisel kaasneb analüüsitulemuse usaldusväärsuse (tuvastususaldusväärsuse) taseme langus. Sageli on väga madalate kvantitatiivsete piiride saavutamiseks vaja kasutada keerulist mitmeastmelist puhastusprotseduuri ja derivatiseerimisetappi, et saaks kasutada väga selektiivseid ja ülitundlikke detektoreid (ECD, TID). Sel juhul kaasnevad sellega paratamatult nende toimingute ajal analüüdi kaod, mis toob kaasa analüüsivea suurenemise. Lisaks aitab kaasa ka analüüsitava maatriksi koostise varieeruvus proovide lõikes. Sellega seoses ei saa analüütiline keemik alati rahuldada hügienisti ja toksikoloogi soovi saada väga madalate kvantitatiivsete määramispiiridega MVI tulenevalt kasutatavate instrumentide tehnilistest võimalustest ja väljatöötatava MVI metoodilistest piirangutest. MVI väljatöötamisel ei peaks analüütiline keemik keskenduma mitte ainult analüüsitavate pestitsiidide kvantitatiivse määramise madalate piiride saavutamisele, vaid ei tohi unustada ka pestitsiidijääkide analüüsi olulisemaid aspekte: tuvastamise usaldusväärsus ja tulemuste reprodutseeritavus. Teadaolevalt ei ole Ukrainas täna mõnedes põllukultuurides ja toiduainetes pestitsiidide sisaldus lubatud (nn nulltolerants) või on see avastamispiiri (LOD) tasemel, st arvestatakse kõiki tuvastatavaid pestitsiidide jääke. vastuvõetamatu. Sellistel juhtudel on esmatähtis pestitsiidi identifitseerimise usaldusväärsus, mitte selle sisalduse täpne kvantitatiivne kindlaksmääramine, kuna pestitsiidi avastamise fakt on aluseks põllumajandusliku tooraine või põllumajandusliku tooraine kasutamise keelamisele. toiduained. Nendel juhtudel on poolkvantitatiivse TLC variandi kasutamine täielikult õigustatud, tingimusel et kõige selle juures saavutatakse määratava pestitsiidi usaldusväärne identifitseerimine.

Mõistes analüütide identifitseerimise usaldusväärsuse parandamisega seotud küsimuste olulisust pestitsiidijääkide analüüsimisel, võtsime ette süstemaatilised uuringud kloori- ja lämmastikku sisaldavate pestitsiidide molekulidevaheliste interaktsioonide uurimisel gaasi- ja vedelikkromatograafia tingimustes. Samal ajal tuvastati esmakordselt korrelatsioonisõltuvuste olemasolu erinevate sorbtsioonimehhanismidega kromatograafiliste meetoditega saadud homoloogsete sorbaatide seeria liikmete retentsiooniparameetrite vahel. Selliste sõltuvuste kasutamise efektiivsust pestitsiidide identifitseerimise usaldusväärsuse parandamiseks demonstreeriti klooralkaankarboksüül- ja klorofenoksüalkaankarboksüülhapete ja nende estrite, klorofenoolide, asendatud fenüüluureate, nitrofenoolide ja nitrofenoolsete ühendite, asendatud bensotriasiinide, sbensotriasiinide ja bensoetriasiinide homoloogsete seeriatega. näitena. 9

3. peatükk. JUHISED ORGANOKLOROGEENSTE PESTITSIIDIDE MÄÄRAMISEKS VEES, TOIDUS, SÖÖDAS JA TUBAKASOODETES ÕHUKIHIKROMATOGRAAFIAGA

Seda tehnikat on katsetatud ja soovitatud ametliku ekspertide rühmana NSV Liidu Põllumajandusministeeriumi juures asuva keemilise kahjuritõrje, taimehaiguste ja umbrohtude riikliku komisjoni juures.
Käesolevaid juhiseid kohaldatakse DDT, DDE, DDD, heksokloraani, aldriini, keltaani, heptakloori, metoksükloori, daktaali, tediooni ja eetersulfonaadi sisalduse määramisel vees, mullas, veinis, köögiviljades, puuviljades, seentes, teraviljas, segasöödas, juurtes. põllukultuurid ja haljassööt, kala, liha, lihatooted, siseorganid, piim ja piimatooted, loomne rasv, või ja taimeõlid, koogid, jahu, kestad, mesi, suhkur, munad ja munatooted, samuti tubakatoodetes.

Meetodi põhimõte. Meetod põhineb kloori sisaldavate pestitsiidide kromatograafial õhukese kihi alumiiniumoksiidi, silikageeli või Silufol plaatidel erinevates liikuvate lahustite süsteemides pärast nende ekstraheerimist uuritud proovidest ja ekstraktide puhastamist. Liikuvaks lahustiks on n-heksaan või atsetooniga segatud n-heksaan. Ravimite lokaliseerimise kohad leitakse pärast plaatide pihustamist hõbeammooniumi lahusega, millele järgneb ultraviolettkiirgus või pärast o-tolidiini sisaldavate Silufol plaatide kiiritamist ultraviolettvalgusega.

Reaktiivid ja lahused

Atsetoon, keemiliselt puhas, GOST 2603-71

Keemiline puhas ammoniaagivesi, GOST 3760-64

Alumiiniumoksiid 2 spl. kromatograafia aktiivsus, h, MRTU 6-09-5296-68. Sõelu läbi 100-silmalise sõela.

Väävelhappega immutatud alumiiniumoksiid. Kaks kaaluosa alumiiniumoksiidi (või ränioksiidi) asetatakse portselanmörti, valatakse ühe mahuosa väävelhappega ja segatakse hoolikalt. Segu valmistatakse vahetult enne kolonnide valmistamist jahu, koogi, kesta proovide ekstraktide puhastamiseks.

Keemiliselt puhas benseen, GOST 5955-68

N-heksaan puhas, MRTU 6-09-2937-66

Kaaliumoksalaat, analüütiline, GOST 5868-68

Kaltsiumsulfaat chda, GOST 3210-66. Kuivatage 6 tundi ahjus 160 kraadi juures. C. Sõelu läbi 100-mešši sõela.

Ränioksiid fosforite jaoks h, MRTU 6-09-4875-67

Veevaba naatriumsulfaat h, GOST 4166-66

Naatriumkarbonaat, keemiliselt puhas, GOST 4201-66, 0,5 n. lahendus

Naatriumkloriid, keemiliselt puhas, GOST 4233-66, küllastunud lahus

Petrooleeter (bp 40–70 kraadi)

Vesinikperoksiid, keemiliselt puhas (30% vesilahus), GOST 10929-64

Arenevad reaktiivid:

Ilmutusreaktiiv N 1. 0,5 g hõbenitraati lahustatakse 5 ml destilleeritud vees, lisatakse 7 ml ammoniaaki ja lahuse maht reguleeritakse atsetooniga 100 ml-ni; Valmis lahusele võib lisada 0,2 ml vesinikperoksiidi. Lahust tuleb hoida suletud kolvis pimedas kohas 3 päeva. 9 x 12 cm plaadil kulub 8 - 10 ml lahust. Ilmutusreagent N 2. 0,5 g hõbenitraati lahustatakse 5 ml destilleeritud vees, lisatakse 10 ml 2-fenoksüetanooli ja lahuse maht reguleeritakse atsetooniga 200 ml-ni, seejärel lisatakse 6 tilka 30% vesinikperoksiidi. lisatud.

Puhas hõbenitraat, GOST 1277-63

Väävelhape puhas, GOST 4204-66

Silikageel ASK (Voskresenski keemiatehas, Moskva piirkond)

Silikageel KSK, sõelutud läbi 100-silmalise sõela.

Standardnäidised:

DDT, DDD, DDE, aldriin, HCCH isomeerid, heptakloor, metoksükloor, keltaan, eetersulfonaat, daktaal, tedion hch.

Standardlahused: 10 mg sobivat pestitsiidi lahustatakse 100 ml mõõtekolvis n-heksaanis ja täiendatakse selle lahustiga märgini. Standardlahuseid tuleks hoida külmkapis lihvitud korgiga klaaspudelites.

Klaasvill, puhastatud konts. väävelhape, pesti destilleeritud veega ja kuivatati o-tolidiin h, MRTU 6-09-6337-69, 1% lahus atsetoonis2-fenoksüetanoolis

Etüülalkohol, puhastatud, TU 19-11-39-69

Kloroform, keemiliselt puhas, GOST 200-15-74

Süsiniktetrakloriid, keemiliselt puhas, GOST 20228-74

Etüüleeter (anesteesia jaoks), NSVL farmakopöa

Naatriumsulfaat, 2% vesilahus

Naatriumsulfaat, küllastunud lahus

2.4. Söögiriistad ja riistad

Veevann, TU 64-1-2850-76

Vaakum-rotaatoraurusti, IR TU 25-11-310-69 või lahusti eemaldaja, MRTU 25-11-67-67

Lehtrite keemiline, kuni dia. 6 cm, GOST 86-13-64

Jaotuslehtrid, mahutavus 100, 250, 500 ml, GOST 10054-75

Buechneri lehtrid, GOST 9147-69

Homogenisaator või koeveski

Pihustuskamber, TU 25-11-430-70

Kromatograafia kamber, mõõtmed 150 x 200, 105 x 165 mm, GOST 10565-63

Bunseni kolvid, TU 25-11-135-69

Mõõtekolvid, mahuga 50, 100 ml, GOST 1770-74

Kolvid nsh, mahutavus 100, 250, 500 ml, GOST 10394-63

Ümarkolvid nsh, mahutavus 150, 250, 500 ml, GOST 10394-63

Mikropipetid, GOST 1770-74 (standardlahuste pealekandmiseks)

Pipetid või süstlad proovide pealekandmiseks

Pipetid mahuga 1, 5, 10 ml, GOST 1770-74

Raputamisseade, MRTU 2451-64

Klaasplaadid 9 x 12, 13 x 18 cm

Klaaspihustid plaatide pihustamiseks

100 silma sõel (augu läbimõõt 0,147 mm)

Klaaskromatograafilised kolonnid (läbimõõt – kõrgus), 20 x 400, 15 x 150

Elavhõbe-kvartslamp

Mõõtesilindrid mahuga 25, 50, 100, 250, 500 ml, GOST 1770-74

Aurustustopsid N 3, N 1, GOST 9147-69

Plaatide ettevalmistamine kromatograafiaks

Plaat pestakse põhjalikult kroomisegu, soodalahuse, destilleeritud veega ja kuivatatakse, plaat pühitakse etüülalkoholi või eetriga ja

kaetud sorbtsioonimaterjaliga. Mass valmistatakse järgmiselt:

a) 50 g sõelutakse läbi 100-silmalise sõela. alumiiniumoksiid segatakse portselanmördis 5 g kaltsiumsulfaadiga, lisatakse 75 ml

destilleeritud vett ja segada uhmris või kolvis, kuni moodustub homogeenne mass. 10 g sorptsioonimassi kantakse 9 x 12 cm plaadile (20 g kantakse 13 x 18 cm plaadile) ja loksutades jaotatakse ühtlaselt üle kogu plaadi. Plaate kuivatatakse toatemperatuuril 18 - 20 tundi, kuivatada saab 20 minutit toatemperatuuril ja seejärel 45 minutit ahjus temperatuuril 110 kraadi. C.

b) 35 g KSK silikageeli, sõelutakse läbi 100-mešši sõela, segatakse 2 g kaltsiumsulfaadi ja 90 ml destilleeritud veega ning segatakse uhmris või kolvis kuni homogeense massini. Kandke plaatidele ja kuivatage nagu eespool. Portsjon on 10 taldrikule.

Kui õhukesed silikageeli lehed tumenevad pärast UV-kiirgusega kiiritamist, tuleb silikageel enne kasutamist lisanditest puhastada. Selleks valatakse silikageeli 18-20 tunniks lahjendatud vesinikkloriidhappega (1:1), hape kurnatakse, silikageeli pestakse veega ja keedetakse ümarkolvis 2-3 tundi lahjendatud lahusega. lämmastikhape (1: 1), pestakse voolava kraaniveega, seejärel destilleeritud veega kuni pesuvee neutraalse reaktsioonini, kuivatatakse ahjus 4–6 tundi temperatuuril 130 kraadi. Silikageel purustatakse ja sõelutakse läbi 100-mešši sõela.

Tšehhoslovakkia toodetud kromatograafiaplaadid "Silufol" UV-254 immutatakse enne kasutamist o-tolidiiniga. Selleks lastakse iga plaat 0,5 cm võrra alla 0,1% o-tolidiini atsetoonilahusesse ja valatakse kromatograafiakambrisse. Pärast seda, kui lahusti esiosa tõuseb plaadi ülemisse serva, eemaldatakse see ja kuivatatakse õhu käes, vältides otsest päikesevalgust. Pärast seda on plaadid kasutamiseks valmis. O-tolidiiniga immutatud plaate hoitakse eksikaatoris. Kasutatakse söödaanalüüsis.

Tšehhoslovakkia toodetud plaadid "Silufol" UV-254 pestakse destilleeritud veega kromatograafilises kambris, kuivatatakse õhu käes ja vahetult enne kasutamist aktiveeritakse ahjus temperatuuril 65 kraadi. 4 minuti jooksul. Kromatograafiliste kolonnide ettevalmistamine ekstraktide puhastamiseks

Kromatograafiline kolonn piimarasvast puhastamiseks. Kromatograafilise kolonni (20 x 400 mm) põhja asetage klaasvill või 500 mg rasvavaba vatti. Seejärel valatakse kolonni ASA silikageel (75 ml searasvaproovide ekstraktide puhastamiseks ja 70 ml kõigi teiste proovide jaoks) ja silikageel tihendatakse kolonni koputades. Kolonni pestakse 50 ml n-heksaani või petrooleetriga ja seda läbinud lahusti visatakse ära. Pärast seda on kolonn valmis kala, liha ja lihatoodete, piima ja piimatoodete, mee, munade jms proovide ekstraktide kromatograafiliseks puhastamiseks.

Kromatograafiline kolonn jahuproovide (lipiididega rikastamata) ja kestade ekstraktide puhastamiseks.

Kromatograafia kolonn täidetakse 1 cm kõrguseni klaasvillaga, seejärel lisatakse kolonnile sõelutud alumiiniumoksiid (I) kihiga 2,5 cm või ränioksiid - 3,5 cm. Järgmiseks immutatakse alumiiniumoksiidi (räni) tükid väävelhappega, kihi (II) kõrgus 2,5 cm Iga kihti pestakse järjestikku heksaaniga (kokku 20-30 ml).

Lipiididega rikastatud kookide ja toitude analüüsimisel tuleks alumiiniumoksiidi kihti suurendada vastavalt 5 cm (I) ja 3 cm (II), ränioksiidi kasutamise korral 6 cm (I) ja 3 cm ( II).

Vesi, vein. 200 ml proov asetatakse jaotuslehtrisse ja pestitsiide ekstraheeritakse loksutades 3 minutit n-heksaani või petrooleetriga kolmes 30 ml portsjonis või dietüüleetriga kolmes 50 ml portsjonis. Ühendatud ekstraktidesse valatakse 10 g veevaba naatriumsulfaati või filtreeritakse läbi lehtri, mis on 2/3 ulatuses täidetud naatriumsulfaadiga. Ekstraktid viiakse lahusti eemaldajasse ja lahusti destilleeritakse välja mahuni 0,2-0,3 ml. Vajadusel puhastatakse ekstrakt väävelhappega.

Köögiviljad puuviljad. 20 g purustatud proovi pannakse jahvatatud korgiga kolbi ja pestitsiide ekstraheeritakse kolm korda 15 minuti jooksul loksutil n-heksaani või petrooleetriga 30 ml portsjonitena. Ühendatud ekstraktid kuivatatakse veevaba naatriumsulfaadiga, viiakse lahusti eemaldajasse, lahusti destilleeritakse välja mahuni 0,2-0,3 ml ja kantakse plaadile.

Teravili, seened. Purustatud proovidest võetakse 20 g teravilja, 50 g tooreid või 10 g kuivi seeni ja pannakse jahvatatud korgiga kolbidesse. Pestitsiidid ekstraheeritakse kolm korda loksutil n-heksaani või petrooleetriga 30 ml portsjonitena. Ühendatud ekstraktid viiakse jaotuslehtrisse, lisatakse 10 ml veevaba naatriumsulfaadi küllastunud lahust väävelhappes ja loksutatakse õrnalt mitu korda. Eraldage orgaaniline kiht ja korrake töötlemist, kuni hape on värvitu. Ekstrakt pesti destilleeritud veega, kuivatati veevaba naatriumsulfaadiga ja lahusti destilleeritakse välja.

Õunad, kapsas, muru, hein. Jahvatatud korgiga kolvis valatakse 100 ml atsetooni 20 g purustatud õunu, 20 g kapsast, 40 g rohtu ja 20 g heina. Loksutage 2-3 minutit, lisage 20 ml destilleeritud vett ja jahutage jääl 30 minutit. Ekstrakt kurnatakse ja filtreeritakse külmalt, ekstraheerimist korratakse. Ühendatud vee-atsetooni ekstraktidest destilleeritakse atsetoon välja ja preparaate ekstraheeritakse vesijäägist n-heksaaniga kolmes 10 ml portsjonis 10 minutit. Heksaaniekstraktid puhastatakse veevaba naatriumsulfaadiga küllastunud väävelhappega. Kuivatage veevaba naatriumsulfaadiga. Lahusti destilleeritakse väikese mahuni ja kantakse plaadile. Kui puhastamine ei ole täielik (pärast lahusti aurustumist jääb kolvile valge kate), ekstrakt aurustatakse Kuivatatakse, pestakse jääk külma atsetooniga 3 korda 0,2 ml portsjonite kaupa ja kantakse kohe plaadile.

Segasööt. Uurimiseks võtke 40 g proov, niisutage seda kolvis 60 ml destilleeritud veega. Niisutatud proov jäetakse üleöö suletavasse kolbi. Pestitsiidide ekstraheerimine viiakse läbi kaks korda 50–100 ml heksaani-atsetooni 1:1 seguga, loksutades 2 tundi. Ekstraktid ühendatakse 500 ml jaotuslehtris, lisatakse kaks korda 50 ml destilleeritud vett ja pärast kihtide eraldamist valatakse alumine vesikiht teise jaotuslehtrisse ja pestitsiide ekstraheeritakse 40 ml heksaaniga. Veekiht tühjendatakse. Heksaaniekstraktid ühendatakse, filtreeritakse läbi lehtri 2/3 veevaba naatriumsulfaadiga täidetud paberfiltriga. Ekstraktid aurustatakse pöördaurustil mahuni 20-30 ml või kuivaks, seejärel lahustatakse kuiv jääk 20-30 ml heksaanis või petrooleetris. Ekstrakt viiakse jaotuslehtrisse ja puhastatakse väävelhappega, nagu eespool kirjeldatud.

Söök, kest, kook. Proovid: 15 g lipiididega rikastatud eine või kook; 20 g lipiididega rikastamata jahu või kestat jagatakse võrdseteks osadeks ja asetatakse 100-250 ml mahutavusega jahvatatud korgiga kolbidesse, valatakse heksaaniga (kolm mahtu heksaani ühe kaaluosa jahu kohta), loksutatakse loksutamisseadmega 30 minutit. Ekstrakt filtreeritakse läbi Buchneri lehtri ilma sadet lehtrisse kandmata. Näidatud kogus heksaani valatakse uuesti kolbi, loksutatakse 30 minutit, filtreeritakse, sade viiakse kvantitatiivselt Buchneri lehtrisse koos 30 ml heksaaniga (3 korda 10 ml). Saadud ekstrakt aurutatakse pöördaurustil või õhuvoolus temperatuuril mitte üle 40 kraadi 30 ml-ni, jääk jagatakse kaheks võrdseks osaks ja asetatakse 1 tunniks (vähemalt) külmkappi sügavkülma. Iga portsjon lastakse läbi eraldi alumiiniumoksiidi kolonni kiirusega 2 ml/min, peske kolbi ja kolonni 50 ml jahutatud etüüleetri/heksaaniga (15:85). See toiming tuleb läbi viia katkestusteta, järgmisel päeval lahkumata. Puhastatud ekstraktid ühendatakse ja aurustatakse mahuni 1 ml. Kolvist saadud jääk viiakse kvantitatiivselt mikropipeti abil kummist pirni abil 1 ml katseklaasi, kolbi ja mikropipetti pestakse 2-3 korda väikese koguse heksaaniga (kokku 0,3-0,5 ml), valades sama katseklaasi. Seejärel aurutatakse heksaan torust ettevaatlikult 50° juures veevannis peaaegu kuivaks (lõppmaht ligikaudu 2-3 tilka). Kui ekstrakti ja pesuvedeliku kogumaht ületab 1 ml, siis esmalt ekstrakt aurustatakse, lisades sellele järk-järgult pesuvedelikku. Kui aurustunud ekstraktis on valge, salvitaoline sade, lisage katseklaasi 5-6 tilka heksaani ja asetage see 15-20 minutiks külmkappi sügavkülma, seejärel dekaneerige kaks korda sama koguse heksaaniga. ja aurustage uuesti 2-3 tilga lõppmahuni.

Paralleelselt uuritud proovidega valmistatakse kaks näidisekstrakti. Iga ekstrakt saadakse ühest grammist pestitsiidivabast jahust (kuivaine ja pestitsiidi suhe on sama, mis uuritud proovides). Ühes ekstraktis lisatakse enne kolonnidel puhastamist mikrosüstlaga (mikropipetiga) määratud pestitsiide koguses 3 μg, teises - 0,75 μg. Aurutatud test- ja mudeliekstraktid kantakse mikropipeti või mikrosüstla abil kvantitatiivselt plaadile, pestes toru kolm korda väikese koguse heksaaniga.

Kala, liha ja lihatooted. Liha, lihatooted lastakse läbi hakklihamasina. Kala puhastatakse soomustest, siseorganitest ja lastakse ka läbi hakklihamasina. 20 g proovi segatakse veevaba naatriumsulfaadiga ja asetatakse jahvatatud korgiga kolbi. Pestitsiide ekstraheeritakse kaks korda heksaani-atsetooni või petrooleetri-atsetooni seguga vahekorras 1:1 50 ml portsjonitena 1,5 tunni jooksul loksutades.

Ekstrakt filtreeritakse läbi lehtri paberfiltriga, mis on 2/3 ulatuses täidetud veevaba naatriumsulfaadiga, seejärel lahusti destilleeritakse välja, kuiv jääk lahustatakse 20 ml n-heksaanis ja lisatakse ASA silikageeli kolonni. Pärast ekstrakti imendumist sorbenti elueeritakse pestitsiid 25–30 ml portsjonitena 110 ml benseeni ja heksaani seguga vahekorras 3:8. Eluaat kogutakse ümarapõhjalisse õhukese sektsiooniga kolbi, mille maht on 250–300 ml. 10 minutit pärast viimase osa lahusti imendumist pigistatakse sorbent pirniga välja. Eluaat destilleeritakse välja mahuni 0,1 ml ja kantakse kromatograafilisele plaadile.

Juhul, kui liha- või kalaproovid sisaldavad suures koguses rasva, tuleb pärast esimese ekstraktandi (atsetooni ja heksaani segu) aurustamist ja kuiva jäägi lahustamist heksaanis puhastada heksaaniekstrakt väävelhappega ja seejärel puhastada. kolonni puhastamine, nagu eespool kirjeldatud.

Loomne rasv, munad, munapulber. Rasv purustatakse hakklihamasinas, munapulber segatakse põhjalikult, munad eraldatakse valgust, munakollane ja valk kaalutakse ning analüüsiks võetakse ainult munakollane. Lõplik tulemus kloororgaaniliste pestitsiidide sisalduse kohta munas esitatakse kogu muna kohta. Kollane segatakse põhjalikult. 25 g ettevalmistatud proovi valatakse 50 ml atsetooni, segatakse ja kuumutatakse kuumaveevannis kuni lahusti keemiseni. Kolb jahutatakse, sellele lisatakse 10 ml jahutatud 2% naatriumsulfaadi lahust, segatakse ja jahutatakse 45 minutit jäävannis. Seejärel valatakse atsetoonikiht läbi rasvavaba vatikihi ümarapõhjalisse kolbi. Ekstraheerimist atsetooniga ja seejärel rasva külmutamist korratakse veel kaks korda. Kombineeritud ekstraktidest destilleeritakse atsetoon rootoraurustis või lahustieemaldis (vanni temperatuur mitte üle 70 kraadi +/- 2 kraadi) ja ekstraheeritakse kolm korda petrooleetriga 20, 10 ja 10 ml portsjonitena. Esimese ekstraheerimise kestus on 1 tund, järgnevad - 15 minutit. Petrooleeter kantakse 40 ml 2% naatriumsulfaadi vesilahusega jaotuslehtrisse, segage sisu 2 minutit, laske kihtidel eralduda ja visake vesifaas ära. Kihtide eraldamise parandamiseks võib lisada mõne ml küllastunud naatriumsulfaadi lahust. Ekstrakti pesemist korratakse veel kaks korda, misjärel petrooleeter valatakse keeduklaasi 20 g veevaba naatriumsulfaadiga, jaotuslehtrit loputatakse kaks korda 5 ml petrooleetriga. Kuivatatud ekstrakt kantakse kvantitatiivselt 50 ml mõõtesilindrisse ja lahuse maht reguleeritakse petrooleetriga 30 ml-ni. Järgmisena kantakse 30 ml ekstrakti ASA silikageeli kolonni, nagu ülalpool kirjeldatud. Sealiha rasvaproovide jaoks valatakse 75 ml ASA silikageeli, kõigi teiste proovide jaoks - 70 ml. Ekstraktide puhastamine toimub lihaproovide puhul kirjeldatud viisil. Eluaat kogutakse 150 ml ümarkolbi, lahusti aurustatakse mõne tilga mahuni ja kantakse kromatograafilisele plaadile.

Kallis. 30 g mett segatakse 3 g veevaba naatriumsulfaadiga ja pestitsiide ekstraheeritakse kolm korda heksaaniga 30 ml portsjonitena 15 minuti jooksul, hõõrudes mett ettevaatlikult kitsas keeduklaasis oleva klaaspulgaga. Ekstraktid ühendatakse ja destilleeritakse heksaaniga kuni 30 ml mahuni, seejärel viiakse ekstrakt heksaaniga 30 ml-ni. 30 ml ekstrakti lisatakse ASA silikageeliga kromatograafilisse kolonni ja ekstrakt puhastatakse ja lahusti aurustatakse ülalkirjeldatud viisil.

Suhkur. Eelnevalt vees lahustatud 50 g suhkruproovist ekstraheeritakse pestitsiidid jaotuslehtris 250 ml n-heksaaniga. Pestitsiidide ekstraheerimine viiakse läbi kolm korda 50, 25 ja 25 ml lahustiga, iga kord loksutades 5 minutit. Ühendatud heksaaniekstraktid puhastatakse kaasekstraktiivsetest ainetest (värvid, aminohapped, lipiidid) väävelhappemeetodil.

Piim ja piimatooted. Proove saab valmistada ühel järgmistest meetoditest.

Esimene viis. Koor, hapukoor, piim ja muud täispiimatooted. Analüüsiks võtke 20 g eelnevalt lahjendatud koort ja hapukoort võrdse koguse destilleeritud veega, 50 ml piimaga, keefiriga jne lisage kontsentreeritud väävelhapet (30 - 40 ml), kuni proov on täielikult mustaks muutunud. Jahutatuna 10-15 kraadini. lahus viiakse jaotuslehtrisse ja preparaate ekstraheeritakse heksaaniga 2 korda 25 ml portsjonitena. Täielikuks ekstraheerimiseks loksutatakse lehtrit 2 minutit, seejärel jäetakse 30 minutiks seisma, kuni kihid on täielikult eraldunud. Kui moodustub emulsioon, lisage 1-2 ml etüülalkoholi. Lisage jaotuslehtris ühendatud ekstraktidele 10 ml naatriumsulfaadiga küllastunud kontsentreeritud väävelhapet ja loksutage mitu korda õrnalt. Puhastamist jätkatakse kuni värvitu väävelhappe saamiseni.

Kohupiim, juust. 50 g kodujuustu või 10 g riivjuustu valatakse 40 ml heksaani või petrooleetriga, loksutatakse pidevalt 2-3 minutit ja jäetakse 30 minutiks seisma. Ekstraheerimist korratakse. Kombineeritud jaotuslehtri ekstraktid puhastatakse väävelhappega, nagu eespool kirjeldatud.

Teine viis. Piim, keefir, kalgendatud piim, kumiss ja muud täispiimatooted. 25 ml toodet asetatakse 300 ml jaotuslehtrisse, lisatakse 5 ml kaaliumoksalaati ja küllastunud naatriumkloriidi lahust, segatakse, lisatakse 100 ml atsetooni, loksutatakse 2 minutit. Lisage 100 ml kloroformi ja loksutage 2 minutit. Lehter jäetakse seni, kuni kihid on täielikult eraldunud. Ülemine faas visatakse ära, alumine faas valatakse õhukese osaga ümarkolbi ja lahusti aurutatakse kuivaks. Jääk pestakse ära 30 ml heksaaniga.

Kondenspiim, 10-20% koort. 10 g tootele lisada 10 ml küllastunud naatriumkloriidi lahust ja valada 150 ml jaotuslehtrisse. Segule lisatakse 40 ml atsetooni, loksutatakse 2 minutit, lisatakse 60 ml kloroformi, loksutatakse 2-3 minutit ja lastakse kuni faaside eraldumiseni. Seejärel toimige nagu pestitsiidide määramisel piimas.

Kondenspiimatooted. 10 g toodet pannakse klaasi, valatakse 10 ml vett, mille temperatuur on 45–50 kraadi. C, segada ja viia 150 ml jaotuslehtrisse, lisada 5 ml kaaliumoksalaati. Lehtri sisu segatakse, lisatakse 80 ml atsetooni ja loksutatakse 2-3 minutit. Lisage 100 ml kloroformi ja loksutage 5-7 minutit. Pärast faaside eraldamist valatakse alumine faas ümarkolbi, lahustid destilleeritakse ja kuiv jääk lahustatakse 30 ml petrooleetris. Kuivad piimatooted. 3 g kuivi piimatooteid (koor 2 g) valatakse klaasi, valatakse 15 ml destilleeritud vett, mille temperatuur on 40–45 kraadi. C, segage ja viige jaotuslehtrisse mahuga 300 ml, valage 5 ml kaaliumoksalaati ja küllastunud naatriumkloriidi lahust. Lehtri sisu segatakse, lisatakse 80 ml atsetooni ja loksutatakse 3-5 minutit, lisatakse 100 ml kloroformi, loksutatakse 5 minutit ja jäetakse 3-5 minutiks seisma (kuni faasid eralduvad). Alumine faas valatakse ümarkolbi, lahusti destilleeritakse välja ja jääk pestakse välja 30 ml heksaaniga. Hapukoor, 30-40% koor. 5 g toodet kaalutakse keeduklaasi, lisatakse 10 ml küllastunud naatriumkloriidi lahust ja kantakse 150 ml mahutavusega jaotuslehtrisse. Klaasi pestakse 40 ml atsetooniga, pesuveed viiakse jaotuslehtrisse, mida loksutatakse 2–3 minutit, lisatakse 70 ml kloroformi ja loksutatakse 2 minutit. Lehter jäetakse mõneks minutiks seisma, kuni faasid eralduvad, alumine faas valatakse lahustite destilleerimiseks kolbi, lahusti destilleeritakse ja jääk pestakse 30 ml heksaaniga.

Kohupiim, juust. 10 g kodujuustu või riivjuustu tritureeritakse 10 ml küllastunud naatriumkloriidi lahusega ja viiakse 250–300 ml jaotuslehtrisse. Lisage 80 ml atsetooni, loksutage 2 minutit, lisage 100 ml kloroformi ja loksutage uuesti. Alumist faasi kasutatakse analüüsiks pärast lahustite destilleerimist, lahustades jäägi 30
ml heksaani. Lisaks puhastatakse piima- ja piimatoodete proovide ekstraktid piimarasvast, mis on valmistatud vastavalt teisele meetodile. Selleks kantakse 30 ml ekstrakti 70 ml ASA silikageeliga kolonni. Pärast ekstrakti imendumist sorbenti elueeritakse pestitsiid 25–30 ml portsjonitena 110 ml benseeni ja heksaani seguga vahekorras 3:8. Eluaat kogutakse 250-300 ml ümarapõhjalisse kolbi. 10 minutit pärast viimase osa lahusti imendumist pressitakse sorbent kummist pirniga välja. Pärast puhastamist destilleeritakse lahustid vaakumis välja.
Või. Sulata ümarkolvis veevannil 20 g võid, lisada 50 ml atsetooni, segada hoolikalt, kuni rasv lahustub, lisada 10 ml jääkülma destilleeritud vett ja jahutada jääl, kuni rasv tahkub (umbes 30 minutit). ). Tühjendage atsetooniekstrakt ja protseduuri korratakse veel 2 korda. Ümarkolvis olevatest kombineeritud ekstraktidest destilleeritakse atsetoon veevannil välja. Ülejäänud vesiekstraktist ekstraheeritakse pestitsiide heksaaniga kolmes 10 ml portsjonis 5 minuti jooksul. Jaotuslehtris ühendatud heksaaniekstrakte töödeldakse väävelhappega ja naatriumsulfaadiga. Puhastatud ekstrakt kuivatatakse veevaba naatriumsulfaadiga ja aurustatakse. Pinnas. 250 ml koonilistesse kolbidesse asetatud õhukuiva pinnase proovidele (10 g) lisatakse 10 ml ammooniumkloriidi 1% vesilahust ja jäetakse üheks päevaks suletuks. Seejärel lisatakse 30 ml atsetooni ja 30 ml heksaani segu ning kolbe loksutatakse üks tund loksutusseadmel. Kolbide sisu viiakse tsentrifuugituubidesse. Pärast tsentrifuugimist valatakse vedel osa koonilistesse kolbidesse, muld viiakse 10 ml 1% ammooniumkloriidi lahuse ja 30 ml atsetooniga esialgsetesse koonilistesse kolbidesse, lisatakse 30 ml heksaani ja ekstraheeritakse veel 30 ml. minutit. Seejärel ekstraktid kombineeritakse. Ühendatud ekstraktidele lisatakse jaotuslehtris 180 ml destilleeritud vett, loksutatakse õrnalt 5-7 minutit, lastakse vedelikel eralduda ja alumine vesikiht valatakse koonilisse kolbi. Heksaanikiht lastakse läbi veevaba naatriumsulfaadi (supilusikatäis või 30–40 g naatriumsulfaati). Vesi-atsetoonikihist ekstraheeritakse pestitsiide veel kaks korda 15 ja 10 ml heksaaniga, mis seejärel kuivatatakse sama naatriumsulfaadiga. Heksaaniekstraktid ühendatakse. Ekstraktide kontsentreerimine viiakse läbi kas pöördvaakumaurustis või vanni temperatuuril kuni 40 kraadi. C ja destilleerimisaeg 9–11 minutit või L-kujulise väljalaskeavaga kolbidest veevanni temperatuuril 72–75 kraadi. C.

Pinnaseproovide kontsentreeritud heksaaniekstraktid puhastatakse väävelhappega, nagu eespool teiste proovide puhul kirjeldatud, ja lahusti aurustatakse. Tubakas ja tubakatooted. 5 g tubakat pannakse 500 ml klaasist keeduklaasi, valatakse 50 ml kontsentreeritud väävelhappega ja segatakse põhjalikult klaaspulgaga, kuni proov on täielikult ühtlaselt söestunud. 10-15 minuti pärast lisatakse kolbi 25 ml heksaani, sisu segatakse põhjalikult ja lisatakse 20 ml süsiniktetrakloriidi. Pestitsiidid ekstraheeritakse proovist kolm korda 15 minuti jooksul, misjärel viiakse ekstrakt järjestikku üle jaotuslehtrisse ühe- või kahekordseks täiendavaks puhastamiseks väävelhappega.

Kromatograafia.

Kromatograafilisele plaadile selle servast 1,5 cm kaugusel kantakse uuritav proov süstla või pipetiga ühte punkti nii, et täpi läbimõõt ei ületaks 1 cm esimese koha keskpunkti. Proovist paremal ja vasakul 2 cm kaugusel asetage standardlahused, mis sisaldavad 10, 5, 1 μg uuritud ravimeid (või muud määratud kontsentratsioonidele lähedased kogused).

Rakendatud lahustega plaadid asetatakse kambrisse kromatograafia, mille põhjas 30 minutit enne algust kromatograafiaga, valatakse liikuv lahusti. Kui kasutate plaate õhukese alumiiniumoksiidi kihiga või silikageelil kasutatakse liikuva lahustina n-heksaani või heksaani ja atsetooni segu vahekorras 6:1, ravimite puhul, in mille R väärtus heksaanis on alla 0,3. Kasutades f plaadid "Silufol" mobiilne lahusti - 1% atsetooni lahus heksaan ja o-tolidiiniga immutatud Silufol plaadid - heksaan dietüüleetriga vahekorras 49:1. Plaadi serv koos rakenduslahendusi saab sukelduda mobiili lahusti mitte rohkem kui 0,5 cm.

Kui lahusti esiosa tõuseb 10 cm võrra, eemaldatakse plaat kambrist ja jäetakse mitmeks minutiks lahusti aurustumiseks. Seejärel niisutatakse plaati ilmutusreagendiga ja eksponeeritakse 10–15 minutiks UV-valgusega (lamp PRK-4). Plaadid tuleks asetada valgusallikast 20 cm kaugusele.

Kloororgaaniliste pestitsiidide juuresolekul tekivad plaadile hallikasmustad laigud. Kasutades analüüsiks o-tolidiiniga immutatud Silufol plaate, allutatakse need kohe pärast kromatograafiat mitme minuti jooksul UV-kiirgusele. Kloororgaaniliste pestitsiidide juuresolekul tekivad sel juhul sinised laigud. Kvantitatiivne määramine viiakse läbi proovi ja standardlahuste laikude pindalade võrdlemisel. Proovis oleva ravimi koguse, mis ei ületa 20 µg, ja selle täpi pindala plaadil on otsene proportsionaalne seos. Suurema ravimisisaldusega tuleks kasutada proportsionaalset osa uuritud ekstraktist.

Peatükk 4. MODERNNE RIISTVARA DISAIN

DENSITOMEETRIGA "DenScan" õhukese kihi kromatograafia süsteem

Eesmärk ja ulatus

DenScan densitomeetriga õhukese kihi kromatograafia ja elektroforeesi süsteemid on ette nähtud spektri nähtavas piirkonnas olevate ainete ja materjalide proovide koostise kvalitatiivseks ja kvantitatiivseks analüüsiks ning ultraviolettkiirguse lainepikkustel 254 ja 365 nm.

Ulatus - keemia, biokeemia, bioloogia, meditsiini, farmakoloogia, puhaste ainete, keskkonnaobjektide jm analüütiline kontroll.

Tehnilised andmed

Densitomeeter võimaldab parameetrite arvutamist ja kromatogrammide kvantitatiivset hindamist spektri nähtavas ja ultraviolettpiirkonnas (lmax = 254 nm, lmax = 365 nm)

· Töödeldud plaatide suurus, cm ........................................ .... mitte rohkem kui 15 x 15

· Kujutise sisestusaeg, s ................................................ ......... mitte rohkem kui 5

Kromatogrammi mõõtmise aeg, min.................................................................................5

Signaali-müra suhe: nähtav ala ............. mitte vähem kui 5/1

· UV, 254 nm................................................ .......................... vähemalt 5/1

· UV, 365 nm................................................ ................ vähemalt 5/1

· Suhteline RMS punkti pindala järgi, %

· nähtav ala ................................................... ................................... mitte rohkem kui 5

· UV, 254 nm................................................ ........................ mitte rohkem kui 5

· UV, 365 nm................................................ ........................ mitte rohkem kui 5

Rf väärtuste vahemik: nähtav ala .......... mitte rohkem kui 0,02

· UV, 254 nm................................................ ................ mitte rohkem kui 0,02

· UV, 365 nm................................................ ................. mitte rohkem kui 0,02

Valgustuskambri mass, kg ................................................ .. mitte rohkem kui 12 kg

· Valgustuskambri üldmõõtmed, mm.... mitte rohkem pikkus................................................ ................................ 420

laius.................................................. ................................ 420

kõrgus ................................................... .............................. 700

· Toitepinge, V ................................................... 220 ± 22/33

· Vahelduvvoolu sagedus, Hz ................................................... ... 50±1

· Keskmine aeg densitomeetri rikete vahel, h.... mitte vähem kui 5000

Densitomeetri koostis

Densitomeeter "DenScan" koosneb valgustuskaamerast, must-valgest või värvilisest videokaamerast või skannerist, pildisisendmoodulist ja andmetöötlussüsteemist.

Valgustuskamber on valmistatud plokkstruktuuri kujul, sealhulgas järgmised peamised sõlmed:

Valguse allikad:

päevavalguslambid

UV lambid, lainepikkus 254 nm

UV lambid, lainepikkus 365 nm

Korrigeerivate filtrite komplekt

Detektoriks on must-valge väikese suurusega videokaamera OS-45D vms, tundlikkusega vähemalt 0,02 luksi, käsitsi teravustamise ja ava käsitsi reguleerimisega või värviskanner eraldusvõimega 200 d.p.i. ja üle selle liidesega, mis vastab TWAIN-standardile

Vahetükkide seadistuslaud

Sidekanal pildi sisendplokiga

Andmetöötlussüsteem personaalarvuti ja "Dens" tarkvara abil. Arvuti miinimumnõuded:

Operatsioonisüsteem – Microsoft Windows 95, Windows 98, Windows NT (versioon 4.0 või uuem)

Protsessor - Pentium 100 MHz

Värviline monitor - diagonaaliga vähemalt 14 tolli

Kõvakettaruum - 10 MB

Manipulaator - "hiir"

Pildisisendploki videoblaster AverMedia ( ja selle jaoks mõeldud tarkvara) kasutatakse kromatogrammi kujutise saamiseks arvutimonitoril. Sarnaseid süsteeme on võimalik kasutada.

Plaadid ja lehed õhukese kihi kromatograafia (TLC) jaoks

Kromatograafia süstal МШ-50 (М-50) Kromatograafia süstal M-1N (MSh-1), M-5N (koos juhendiga)

Kromatograafia süstal MSH-10 (M-10N), MSH-50 (M-50N) (roostevabast terasest vars, koos juhikuga)

Kromatograafia süstal МШ-10М (М-10) (roostevabast terasest vars, tagasilöögivastase siduriga) 10

Kirjandus

1. Kirchner Yu. Õhukese kihi kromatograafia. M.: Mir, 1981.

2. Kromatograafia õhukeses kihis, Ed. E. Stahl. M.: Mir, 1965.

3. Jevgenjev M.I., Jevgenjeva I.I., Moskva N.A., Levinson F.S. 5-kloro-4,6-dinitrobensofurataan reaktiivina aromaatsete amiinide õhekihikromatograafias // Zavod. labor. 1992. V. 58, nr 4. S. 11-13.

4. Nazarkina S.G. Polüaromaatsete süsivesinike määramine keskkonnaobjektides vedelik- ja õhekihikromatograafiaga.

5. Sogolovsky B.M. Sorbfil densitomeeter kvantitatiivse TLC jaoks

6. Maa pinnavee keemilise analüüsi juhend (toimetaja A.D. Semenov) // Leningrad: Gidrometeoizdat. - 1977. - 540 lk.

7. Veeanalüüsi ühtsed meetodid. Toimetanud Yu.Yu. Lurie // M.: Keemia. - 1973. - 376 lk.

8. Lurie Yu.Yu. Tööstus- ja reovee analüütiline keemia. // M.: Keemia. - 1984. - 447 lk.

9. V.D. Chmil Staatus ja väljavaated pestitsiidide analüüsimiseks kasutatavate kaasaegsete instrumentaalsete meetodite kasutamiseks Ukrainas

10. http://www.izme.ru/